Меню Рубрики

Анализ мочи в норме коровы

Шляхова О.Г., Рядчиков В.Г. ФГБОУ ВО «Кубанский государственный аграрный
университет имени И.Т. Трубилина», г. Краснодар

Введение. На сегодняшний день, прогресс в области питания крупного рогатого скота достигается благодаря симбиозу знаний практиков и ученых этих сфер. При этом, используя достаточно простые инструменты лабораторной диагностики, повышается возможность осуществления своевременного контроля физиологической обеспеченности животных питательными веществами на различных уровнях организации организма. Это важный момент, так как универсальные приборы и методики, используемые сегодня, позволяют осуществлять достаточно простой и эффективный мониторинг состояния поголовья молочного стада не только сотрудникам из научных учреждений в соответствующих лабораториях, но и работникам, занятым в сфере животноводства. Одним из таких анализов является оценка конечного продукта работы почек животных.

В клинической диагностике исследование мочи на показатель рН является важным, так как позволяет оценить состояние организма коров, и кроме того, служит «индикатором качества» в отношении используемой кормосмеси в рационе животных.

Согласно мнению J. Barmore [8], анализ мочи на рН-реакцию является наиболее комфортным и удобным показателем в сфере мониторинга здоровья молочного поголовья. Определить рН можно с помощью индикаторной бумаги (Рифан, Phan, универсальная). Более точное исследование может быть проведено с помощью рН-метра. При этом необходимо учитывать, что показатель рН устанавливают только в свежеполученной моче, так как при её хранении изменяются её физико-химические свойства (происходит ее ощелачивание с выделением аммиака, что способствует, в дальнейшем, выпадению кристаллов аморфных фосфатов и трипельфосфатов).

Водородный показатель — это мера активности ионов водорода в растворе, количественно выражающая его кислотность. Неорганические вещества — кислоты, соли и щелочи, — в растворах разделяются на составляющие их ионы. Положительно заряженные ионы H+ формируют кислую среду, отрицательно заряженные ионы OH- — щелочную. В значительно разбавленных растворах кислотные и щелочные свойства зависят от концентраций ионов H+ и OH-, активность которых связана между собой. Соответственно, растворы и жидкости (а также среды, в которых они присутствуют) в отношении их кислотности считаются: кислыми, при уровнях от 0 до 7,0; нейтральными, при уровне 7,0; щелочными при уровнях от 7,0 до14,0 [9].

На сегодняшний день ученые и практики в сфере животноводства, сталкиваются с тем, что отсутствуют четкие критерии нормы в определении общих свойств мочи. Так, в норме, реакция мочи жвачных животных щелочная, обычно не ниже 8,00 [1]. Однако разные источники указывают различный диапазон и величины рН мочи. По некоторым сведениям, реакция мочи у коров должна находиться в границах от 7,0 до 8,6 [2, 3, 10] и от 6,2 до 7,8 [11]. По сведениям Е. Бабенко, в среднем от 6,0 до 6,5 [12]. По данным других авторов, оптимальный показатель рН мочи рекомендуют в диапазоне от 7,8-8,4 [13]. По сведениям О.А. Тюрина, для коров голштинской породы рН мочи должен соответствовать значениям 6,2-6,8, и несколько более низкие значения для коров джерсейской породы — 6,0-6,4 [14].

Некоторую ясность вносят ряд зарубежных и отечественных специалистов, поясняя, что в предродовой период при соблюдении отрицательного баланса катионов и анионов в рационе реакция мочи у коров должна быть слабокислой, то есть в пределах диапазона 6,3-6,8 [4, 5, 6, 15]. В то же время дополнительный обзор литературы по оптимальному уровню рН мочи у коров в предродовой период, показал такую же несогласованность среди ряда авторов [7, 16, 17, 18]. При этом Калюжный ИИ. и др. [24] в своих исследованиях обосновывают, что характерным признаком субклинической (скрытой) формы ацидоза является рН мочи на уровне 6,0-6,3 единиц. При клинической форме рН мочи у животных, больных ацидозом, резко кислая, в диапазоне от 5,5 до 6,3, что приводит, на фоне основного заболевания, к росту процента коров с признаками ламинита.

Выше сказанное, показывает, насколько разобщены мнения, и исследования авторов в отношении показателя рН мочи у коров, что вносит дополнительную путаницу в интерпретацию полученных сведений.

Интересные наблюдения и выводы можно прочитать в статьях зарубежных авторов [19, 20]. Например, A. Razzaghi и др. в своих исследованиях показали, как различный катионно-анионный баланс в рационе, с добавлением анионных солей и без, влияет на показатели крови и мочи у коров в пред- и послеродовой периоды. Так, у коров в периоде до отела, при отрицательном балансе DCAD (катионов и анионов) равном 100 мэкв/кг, рН мочи в среднем был на уровне 6,6-6,7 единиц. В то время как положительный баланс катионов и анионов в рационе сухостойных коров, то есть без использования анионогенных добавок, имел другую картину влияния, рН мочи, в среднем, соответствовал щелочной реакции (7,7-7,8). В послеродовой период, при положительном балансе DCAD в рационе, но различном уровне катионов в рационах опытных групп, рН мочи в среднем отвечал 8,2-8,3 единицам. Авторы на основе проведенных исследований заключают, что использование анионогенных добавок в предродовой период снижает случаи возникновения молочной лихорадки и послеродовых осложнений воспроизводительных функций у коров. В то же время высокий отрицательный баланс DCAD (катионов и анионов) в рационе сухостойных коров повышает риск ацидогенного ответа у животных, что влечет за собой снижение потребления корма. Поэтому важно, чтобы «диетическое» вмешательство, в пред- и послеотельный периоды, не уменьшало потребление корма и, следовательно, не ухудшало энергетический баланс коров в транзитный период.

Таким образом, опираясь на сказанное, была сформирована цель наших исследований — изучение особенностей динамики рН мочи коров в пред- и послеродовой периоды.

Материалы и методы исследований. На молочно-товарной ферме хозяйств Усть-Лабинского (МТФ № 15 ОАО «Агрообъединение «Кубань») и Брюховецкого районов (МТФ № 2 ЗАО «Победа») был проведен мониторинг здоровья молочного поголовья, с целью диагностирования поголовья на показатель рН мочи.

В выборке по исследованию мочи на МТФ № 15 ОАО «Агрообъединение «Кубань» участвовали первотелки и коровы голштинской породы в количестве более 200 голов. Из них: нетели и коровы в периоде 21-0 дней до ожидаемого отела — 68 голов, первотелки и коровы после отела (0-21 дней) — 93 головы и коровы на пике лактации (22-120 дней) — 40 голов.

На МТФ № 2 ЗАО «Победа» были продиагностированы коровы и первотелки в количестве 40 голов аналогично выше представленным периодам (21-0, 0-21 и 22-120 дней).

Взятие мочи для клинического анализа осуществляли в утренние часы до кормления животных. Измерение уровня рН мочи производили универсальным иономером ЭВ-74. Анионогенные добавки в рационах указанных хозяйств не использовались.

Результаты исследований и их обсуждение. Исследования, проведенные за три года, показали неслучайную динамику уровня рН мочи в транзитный период и пик лактации (рисунок 1). Так, у молочного поголовья на МТФ № 15 ОАО «Агрообъединение «Кубань» уровень рН реакции мочи закономерно понижался к отелу с 8,2 единиц до 7,7. Выравнивание последних значений до первоначальных (8,0-8,2 единиц) происходило к 22-24 дню лактации.

Рис. 1. Уровень рН мочи в переходный период и пик лактации у коров за три года исследований15 году

Аналогичный сдвиг рН мочи в сторону слабощелочной реакции наблюдали и среди коров на МТФ № 2 ЗАО «Победа» Брюховецкого района, где доля концентратов в рационе отличалась между опытными группами. Во второй опытной группе уровень концентратов в рационе был на 20% выше показателей первой группы (рисунок 2).

Рис. 2. рН мочи коров в предотельный и послеотельный периоды при пониженном (Н) и высоком (В) уровне концентратов в рационе (n=20)

Было отмечено, что динамика рН мочи, как при пониженной, так и высокой доли концентратов в рационе на всем протяжении переходного периода и пика лактации была сходной. Между тем, период после отела (0-21 дней) у коров из первой и второй групп, характеризовался наиболее низкими показателями (7,8) и отличался от предродового периода и пика лактации, в среднем, на 0,6 единиц. Кроме того, на 45-74 дни лактации, наблюдали резко щелочную реакцию мочи (8,28,4) в обеих группах независимо от уровня концентратов в рационе, что согласуется с исследованиями ряда зарубежных источников и подтверждает выводы В.А. Зотова в отношении нормы рН мочи и ее щелочной реакции у жвачных животных.

При сравнении показателей рН мочи между первотелками и коровами наблюдали похожую динамику. В послеродовой период (021 дней) значения показателей у первотелок снижались до 7,8±0,08, у коров — до 7,7±0,09, и наконец, к периоду пика лактации (22-120 дней) возрастали до первоначальных значений рН = 8,0 (рисунок 3).

Рис. 3. Сравнительная динамика рН реакции мочи в переходный период и пик лактации между первотелками и коровами

Показатель рН мочи позволил предположить наличие ацидоза у обследуемого поголовья. Так, было отмечено, что основной пик заболеваний незаразной этиологии приходился на период 0-45 дней после отела. У коров и первотелок, в периоде за 21 день до ожидаемого отела, реакция мочи была щелочной на уровне 8,0 единиц. В послеродовой период у 15% первотелок рН мочи понизился до значений 6,5-6,8 единиц, что дает основание предположить развитие ацидоза у животных. Подтверждение взаимосвязи между частотой встречаемости и характерной предрасположенностью первотелок к ацидозу требует дополнительных исследований. У коров в фазу лактации средний показатель рН мочи был на уровне 7,8 единиц и какие-либо признаки ацидоза отсутствовали, однако,были обнаружены единичные случаи кетоза, с концентрацией кетоновых тел в моче от 1,5 до 3,2 (ммоль) единиц.

Заключение. Количество взятых и проанализированных нами образцов мочи за три года исследований доказывают, что её реакция, независимо от пред- и послеродового периодов — щелочная. Поэтому в случае, когда в рационах коров в предродовой период анионогенные соли отсутствуют, рН мочи ниже 7,0 единиц необходимо считать критической из-за возможной угрозы возникновения ацидоза. В переходный период (21 дней до отела и 21 дней после) рН мочи у здоровых коров и нетелей закономерно снижается к моменту отела с последующим восстановлением до первоначальных значений, но в пределах щелочной среды и диапазона 7,8-8,4 единиц. Разница в рН-реакции мочи между показателями наших результатов и ряда зарубежных авторов варьирует в диапазоне 0,4-0,5 единиц, что является несущественным и скорее зависит от состава кормовой базы и уровня питательных веществ в рационе.

При сравнении значений рН мочи с показателями других авторов, необходимо знать, при каких условиях был получен данный показатель и какой состав кормосмеси имела данная группа животных.

  1. Зотов, В. А. Методы оценки кислотно-щелочного равновесия и его изменения у овец в экспериментальных условиях/ В.А. Зотов// Сб. науч. тр. Саратов. СХИ, — 1977. — вып., с. 15-17.
  2. Ковалев С.П. Клиническая диагностика внутренних болезней животных [Электронный ресурс]: учеб. пособие/ С.П. Ковалев [и др.]. — Электрон. дан. — Санкт-Петербург: Лань, 2016. — 544 с. — Режим доступа: https://e.lanbook. com/book/71752.
  3. Кондрахин И.П., Архипов А.В., Левченко В.И., Таланов Г.А., Фролова Л.А., Новиков В.Э. Методы ветеринарной клинической лабораторной диагноти-ки: Справочник. — М.: Колос, 2004. — 520 c. ISBN 5-9532-0165-6.
  4. Рядчиков, В.Г Основы питания и кормления сельскохозяйственных животных [Электронный ресурс]: учеб. — Электрон. дан. — Санкт-Петербург: Лань, 2015. — 640 с. — Режим доступа: https://eJanbook.com/booK/64337
  5. Charbonneau, E., D. Pellerin, and G. R. Oetzel. 2006. Impact of lowering dietary cation-anion difference in nonlactating dairy cows: A meta-analysis. J. Dairy Sci. 89:537-548.
  6. Goff, J. P. 2008. The monitoring, prevention, and treatment of milk fever and subclinical hypocalcemia in dairy cows. Vet. J. 176:50-57.
  7. Schell, T.J., S.A. Armstrong, D.J. McLean, K.P. Zanzalari, J.D. ChapmanandL.O. Ely. 2015. Urine pH, serum calcium and dry matter intake evaluated in Jersey cows fed anionic salts or Animate. J. Dairy Sci. 98 (Suppl. 2):159.
  8. http://dairynutritionplus.com/FileCS.ashx? >

Резюме. В клинической диагностике исследование мочи на показатель рН, является важным, так как позволяет оценить состояние организма коров. Однако, на сегодняшний день, ученые и практики в сфере животноводства, сталкиваются с тем, что отсутствуют четкие критерии нормы в определении общих свойств мочи, что создает разногласия в интерпретации полученных сведений. Поэтому в задачах исследований, важно установить достоверный показатель реакции мочи коров с её динамикой, в зависимости от физиологического периода животных. В настоящее время, определить рН мочи можно с помощью индикаторной бумаги (Рифан, Phan, универсальная), однако более точное исследование, должно быть проведено с помощью рН-метра. В ряде хозяйств, с целью диагностирования поголовья на показатель рН мочи, были взяты пробы, у более чем 200 коров и первотелок. Результаты, полученные за три года исследований, доказывают, что у коров, реакция мочи щелочная, на уровне 8,0-8,2 единиц, при этом закономерно снижается в сторону слабощелочной реакции в периоде 0-21 дней после отела с последующим восстановлением до первоначального уровня рН, что является закономерным для организма животного. Длительные исследования, проведенные в разные физиологические периоды, позволили установить четкие критерии нормы рН мочи у коров, что способствует повышению качества проводимого анализа и контроля, за состоянием здоровья молочного поголовья коров.

Ключевые слова: рН мочи, анализ реакции мочи, переходный период, транзитный период, первотелки, ацидоз, кетоз, высокопродуктивные коровы, анионные добавки.

источник

1. Исследование крови животных

К специальным методам исследования крови прибегают в тех случаях, когда необходимо и возможно установить диагноз на уровне изучения морфологических характеристик клеток в мазке или изменения их функциональных свойств под воздействием различных факторов. В первом случае исследования ведут с использованием цитохимических красителей, специфически реагирующих с определенными включениями или компонентами клеток; функциональные свойства клетки определяют как ответ на физико-химические воздействия [6].

1.1 Правила взятия крови у животного

Условия взятия крови и ее сохранность до начала лабораторных исследований имеют важное значение при получении достоверных результатов. Во многом эти результаты зависят от техники взятия крови и используемых при этой инструментов. В организме различает артериальную, венозную и капиллярную кровь, которая имеет незначительные цитологические и биохимические отличия. Для морфологических исследований пользуются почти исключительно капиллярной кровью, а при биохимических – венозной.

Капиллярную кровь берут из внутренней поверхности ушной раковины. Шерсть на месте взятия крови выстригают, очищают место укола ватным тампоном, смоченным спиртом-эфиром. Укол делают на глубину до 2 мм. Первую каплю крови стирают, т.к. она содержит случайные примеси и лимфу, а последующие берут для исследования. Очень важно, чтобы кровь вытекала из ранки без надавливания на ткани, иначе она смешивается с лимфой и изменяет свой клеточный и биохимический состав. Истечение крови можно ускорить, если предварительно прогревать место укола в теплой воде или источником сухого тепла (фен, электролампа).

При венепункции прокол окружающих вену тканей и стенки вен делают в один прием. Иглы для взятия крови должны быть с коротким срезом и достаточно большим диаметром, чтобы не травмировать противоположную стенку вены и не вызвать повреждения эритроцитов. Предварительно иглы стерилизуют кипячением в 1%-ом растворе бикарбоната натрия, место вкола обрабатывают аналогично получению капиллярной крови.

При взятии крови из яремной вены иглу вкалывают на границе перехода верхней трети шеи в среднюю. Чтобы вызвать достаточное наполнение вены и уменьшать ее подвижность, вену сдавливает в середине шеи резиновым жгутом или пальцем. При проколе вены необходимо держать иглу в руке так, чтобы направление ее совпало с линией хода вены и чтобы срез иглы был направлен вверх, к голове. Иглу вкалывают под острым углом – в 20–30°. При попадании в вену из иглы вытекает кровь.

Кровь должна стекать по стенке пробирки по избежании разрушения эритроцитов и при необходимости немедленно смешиваться с достаточным количеством антикоагулянта.

Перед извлечением иглы из вены резиновый жгут снимают, пережимают вену пальцем выше места вкола, иглу извлекают, а место вкола некоторое время сдавливают тампоном для предотвращения образования гематомы. В заключении область венепункции дезинфицируют настойкой йода и заливают Колодием [3].

В зависимости от характера исследований готовят определенное количество пробирок. Стенки стеклянной посуды способны обмениваться ионами с кровью, а следы моющих средств и поврежденные пробирки влияют на активность, ферментов. Это можно исключить, если использовать пластмассовые, пробирки одноразового пользования; для некоторых исследований стенки стеклянных пробирок покрывают слоем парафина или силиконового масла.

В зависимости от задач исследования анализу подвергают цельную кровь, плазму или сыворотку.

В цельной крови определяют морфологические показатели, а также содержание глюкозы, кетоновых тел, меди, цинка, кобальта, марганца, селена и др., т.е. веществ, равномерно распределенных между плазмой и эритроцитами. Для исследования веществ, неравномерно распределенных между клетками и жидкой частью крови, следует использовать сыворотку или плазму. В сыворотке, например, исследуют общий белок и его фракции, остаточный азот, мочевину, свободные аминокислоты, липиды, холестерин, билирубин, кальций, неорганический фосфор, магний, йод, связанный с белком (СБЙ), каротин, витамины, ферменты и др. В плазме – резервную щелочность, содержание натрия, калия, неорганического фосфора, магния, каротина, витаминов А, С и др.

Читайте также:  Анализ мочи при мочевом синдроме

Для получения пробы цельной крови или плазмы ее стабилизируют, т.е. в пробирку вносят противосвертывающее вещество – антикоагулянт. Антикоагулянты лучше применять в виде растворов.

Для получения сыворотки пробирки с кровью рекомендуется в процессе взятия крови помещать в термостат с температурой до 38°С. При массовых обследованиях животных таким импровизированным термостатом может быть достаточная емкость с водой указанной температуры. После завершения работ по взятию крови, свернувшиеся пробы обводят тонкой спицей из нержавеющей стали для лучшего отделения сыворотки и ставят в термостат при 37–38°С на 1–2 часа для окончательного отделения сыворотки. Сыворотку сливают и центрифугируют 20 минут при 2000–3000 об/мин.

Для получения плазмы кровь с антикоагулянтом центрифугируют 20–30 минут при 2000–3000 об/мин. Плазма крови отличается от сыворотки наличием фибриногена.

Цельную кровь, плазму и сыворотку для непродолжительного хранения помещают в холодильник (+2…+4°С), длительное хранение сыворотки требует температуры – 20°С.

Нарушение условий хранения проб может стать причиной погрешностей анализа. В результате длительного стояния сыворотки, над эритроцитами могут наступить сдвиги в концентрации ряда компонентов: повышается концентрация калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы, понижается содержание глюкозы вследствие гликолитических процессов. При температуре около 20°С в цельной крови возрастает содержание аммиака, многие ферменты даже при температуре холодильника быстро теряют свою активность (креатинкиназа, кислая фосфатаза), в лактатдегидрогеназа, напротив, быстрее теряет активность при низких температурах [3].

Возникший при взятии или хранении гемолиз эритроцитов приводит к повышению концентрации калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы. Неумелое встряхивание проб при перемешивании их содержимого или при транспортировке также может вызвать гемолиз эритроцитов.

При проведении специальных исследований нужно внимательно следить за выполнением особых, оговоренных в описании методик правил взятия, консервации и хранения проб крови [5].

1.2 Определение скорости оседания эритроцитов (СОЭ)

Скорость оседания эритроцитов (СОЭ) – неспецифический лабораторный показатель крови, отражающий соотношение фракций белков плазмы; изменение СОЭ может служить косвенным признаком текущего воспалительного или иного патологического процесса. Проба основывается на способности эритроцитов в лишенной возможности свёртывания крови оседать под действием гравитации. В норме величина СОЭ у собак не превышает 2–5 мм/час, а у кошек – 6–10 мм/час.

Принцип метода заключается в следующем. Удельная масса эритроцитов превышает удельную массу плазмы, поэтому они медленно оседают на дно пробирки. Скорость, с которой происходит оседание эритроцитов, в основном определяется степенью их агрегации, то есть их способностью слипаться вместе. Из-за того, что при образовании агрегатов уменьшается отношение площади поверхности частиц к их объёму, сопротивление агрегатов эритроцитов трению оказывается меньше, чем суммарное сопротивление отдельных эритроцитов, поэтому скорость их оседания увеличивается. Агрегация эритроцитов главным образом зависит от их электрических свойств и белкового состава плазмы крови. В норме эритроциты несут отрицательный заряд и отталкиваются друг от друга. Степень агрегации (а значит и СОЭ) повышается при увеличении концентрации в плазме так называемых белков острой фазы – маркеров воспалительного процесса. В первую очередь – фибриногена, C-реактивного белка, церулоплазмина, иммуноглобулинов и других. Напротив, СОЭ снижается при увеличении концентрации альбуминов.

Определение СОЭ проводят методом Панченкова (в капилляре). В методе Панченкова в качестве антикоагулянта используют цитрат натрия. В капилляр набирают 2,5 мкл цитрата и в тот же капилляр добирают 7,5 мкл крови или в заранее раскапаные пробирки с цитратом добавляют 7,5 мкл крови, кровь с цитратом перемешивают в пробирке, снова набирают в капилляр и устанавливают в специальный штатив на 1 час. По методу Вестергрена (в пробирке).

В градуированный на 100 делений капилляр Панченкова набирают до метки «Р» 5%-ый раствор цитрата натрия и переносят его на часовое стекло. Затем в тот же капилляр набирают дважды кровь до метки «К» и оба раза выдувают её на часовое стекло. Кровь, тщательно перемешанную с цитратом натрия, вновь набирают в капилляр до метки «К». Капилляр ставят в штатив строго вертикально. СОЭ учитывают через 1 час, при необходимости через 24 часа и выражают в миллиметрах.

Более ста лет данный лабораторный тест применяется для количественного определения интенсивности разнообразных воспалительных процессов. Так, чаще всего увеличение СОЭ связано своспалительными процессами, отравлениями, инфекциями, инвазиями, опухолями, гемобластозами, кровопотерей, травмами, оперативными вмешательствами.

Хотя воспаление и является наиболее частой причиной ускорения оседания эритроцитов, увеличение СОЭ также может обусловливаться и другими, в том числе и не всегда патологическими, состояниями [9].

Несмотря на свою неспецифичность определение СОЭ все еще является одним из наиболее популярных лабораторных тестов для установления факта и интенсивности воспалительного процесса.

1.3 Определение содержания гемоглобина

Определение содержания гемоглобина в крови животных является одним из самых важных и массовых показателей. Для определения гемоглобина чаще всего анализируют производные гемоглобина, образовавшиеся в процессе его окисления и присоединения к гену различных химических групп, приводящих к изменению валентности железа и окраски раствора [3].

Для рутинных лабораторных исследований наиболее предпочтительны колориметрические методы, как наиболее дешевые, простые и быстрые в исполнении. Кровь животного – это нормальная смесь производных гемоглобина с различными спектрами поглощения. При количественном определении гемоглобина колориметрическими методами возникает проблема в выборе реагента, который превращал бы все производные гемоглобина только в одну форму перед фотометрическим анализом. Лучшими методами, количественно превращающими гемоглобин в его производные, оказались гемиглобинцианидный (HbCN), гемихромный (HbChr) и гемиглобиназидный (HbN3), которые при фотометрировании дают наименьшую ошибку определения среди других методов анализа [1].

Повышение: некоторые формы гемобластозов, в частности эритремия, обезвоживание организма.

Понижение (анемия): различные виды анемий, в том числе вследствие кровопотери.

Принцин гемиглобинцианидного метода основан на переводе всех форм гемоглобина в одну – гемиглобинцианид. Перевод гемоглобина в гемиглобинцианид осуществляется при его взаимодействии с трансформирующим раствором, содержащим феррицианид калия, цианид калия, дигидрофосфат калия и неионный детергент. Дигидрофосфат калия поддерживает уровень рН, при котором реакция проходит за 3–5 минут. Детергент усиливает гемолиз эритроцитов и предотвращает мутность, связанную с белками плазмы. Феррицианид калия окисляет все формы гемоглобина в метгемоглобин, который образует с цианистым калием гемиглобинцианид, имеющий красноватый цвет, интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации гемоглобина в пробе.

Принцип гемихромного метода основан на переводе всех форм гемоглобина в одну – гемихром. При взаимодействии гемоглобина с трансформирующим раствором, содержащим жирные кислоты с феррицианидом калия или додецилсульфат натрия, происходит его превращение в окисленную низкоспиновую форму – гемихром (HbChr), имеющую красноватый цвет, интенсивность окраски которого прямо пропорциональна концентрации гемоглобина в пробе.

При широкомасштабных испытаниях гемихромного метода было показано, что в интервале концентраций гемоглобина от 40 до 200 г./л калибровочные графики гемиглобинцианида и гемихрома представляют прямую линию, выходящую из начала координат, а близкие углы наклона прямых указывают на сопоставимость обоих методов.

При определении гемоглобина двумя методами Ахрем А.А. с соавторами показали, что большую точность (и меньшую s) дает гемихромный метод. Авторы предполагают, что SDS способствует солюбилизации мембранных частиц и препятствует адсорбции белка на стекле пробирок и кювет, тем самым обеспечивается высокая точность анализа [7].

Сравнительная оценка результатов определения гемоглобина в крови двумя методами показала, что результаты сопоставимы, а коэффициент корреляции методов составляет 0,99. Таким образом, гемихромный метод определения гемоглобина в крови обладает всеми достоинствами гемиглобинцианидного метода, которые дополняются отсутствием в составе трансформирующего реагента высокотоксичных цианидов и других ядовитых веществ.

Выполнение. В сухие чистые пробирки дозатором внести по 5 мл трансформирующего раствора, к ним прилить по 20 мкл крови поверенной пипеткой Сали или механическим дозатором со всеми предосторожностями, перечисленными в предыдущем разделе. Пробу тщательно перемешать на микровстряхивателе или вручную до достижения гомогенного раствора. Растворы выдержать при комнатной температуре время, указанное в инструкции к набору, и измерить оптическую плотность растворов на поверенном, калиброванном приборе в кювете, имеющей нулевое поглощение дистиллированной воды относительно аналогичной контрольной (с длиной оптического пути 10 мм). Окраска растворов устойчива до 5 час и более, что позволяет проводить измерения в любое удобное время в этом временном интервале. Расчет содержания гемоглобина в крови произвести по калибровочному графику или фактору, определенному на данном приборе. Если соблюдены все перечисленные условия подготовки и проведения анализа, описанные выше, погрешность определения гемоглобина в крови не будет превышать ±2%. Кратко суммируем источники возможных ошибок при определении гемоглобина: использование некалиброванных пипеток и несовершенная техника дозирования проб крови; применение неповеренного оборудования, не обеспечивающего линейную зависимость оптической плотности от концентрации гемоглобина в требуемой области измерений; нестабильность прибора; отсутствие внутрилабораторного контроля качества; недостаточная чистота кювет, особенно проточных; ошибки при построении калибровочных графиков и расчете факторов; использование контрольных растворов гемоглобина низкого качества; ошибки оператора, ошибки, допускаемые на преаналитической фазе [6].

1.4 Количественные характеристики клеток крови

Определение количества клеток крови проводится различными методами: с помощью счетных камер, в мазках крови (подсчет тромбоцитов на определенное количество эритроцитов), с помощью автоматических устройств. Во всех случаях результаты представляются в виде количества клеток в единице объема крови. По международной системе единиц (СИ) число форменных элементов в крови выражают в расчете на 1 л [2].

Подсчет клеток с помощью счетных камер является наиболее распространенным микроскопическим методом. Он основан на использовании разведенной крови, внесенной в счетную камеру. Все форменные моменты подсчитывается по единому принципу, различие заключается в степени разведения крови и применения, различных по составу разбавителей для эритроцитов, лейкоцитов и тромбоцитов.

Использование счетных камер делает метод достаточно трудоемким для лабораторных исследований. На точности метода сказывается ошибки при взятии крови, разбавлении ее, неравномерности заполнения камер, нарушение правил подготовки камер к работе и подсчета клеток. Метод требует большого и постоянного напряжения при работе с микроскопом и особенно утомителен при подсчете эритроцитов и тромбоцитов. В то же время камерный метод может быть применен в любых условиях, не требует сложного оборудования и дефицитных реактивов [8].

Подсчет тромбоцитов в мазках крови объясняется их малыми размерами и недостаточной четкостью контуров при подсчете в счетной камере. Тромбоциты считаются на определенное количество эритроцитов в мазке (чаще на 1000 эритроцитов) с последующим пересчетом на 1 л крови.

Использование фотометрических или кондуктометрических принципов позволило создать автоматические счетчики и гематологические автоматы для лабораторных исследований. Форменные элементы крови либо перекрывают световой луч специального сканирующего микроскопа, либо изменяют сопротивление между электродами капилляра, по которому протекает разбавленная кровь, при этом возникает импульс, регистрируемый счетным устройством [2].

Гематологические счетчики и автоматы значительно повышают производительность труда и точность исследований, позволяют определять параллельно 7–8 параметров. В то же время высокая стоимость таких аппаратов, специальные требования к качеству реактивов, высокая производительность и жесткость программ делают рентабельным их использование лишь в условиях крупных лабораторий и стационаров.

Количество эритроцитов и лейкоцитов в крови здоровых животных колеблется в широких пределах (табл. 1.4).

Таблица 1.4. Общий анализ крови

Гемоглобин % Эритроциты, млн./мкл Цветной показатель Лейкоциты, тыс./мкл Лейкограмма
Б Э М Ю П С Л Мо
Собаки 120 – 180 5,0 – 8,0 0,9 – 1,1 8 – 17 0–1 2–10 1–3 43–71 12–30 3–10
Кошки 90 – 167 5,2 – 10,9 0,9 – 1,1 4 – 17 0–1 2–12 3–6 40–45 20–55 1–4
СОЭ собаки 2–5 мм/ч; СОЭ кошки 6–10 мм/ч

Уменьшение числа эритроцитов ниже нормативных показателей является одним из основных лабораторных симптомов малокровия (анемии) [5]. Необходимо отметить, что при анемиях не всегда наблюдается уменьшение количества эритроцитов в крови, т. к. анемия – это уменьшение концентрации гемоглобина в единице объема и, следовательно, при нормальном количестве эритроцитов возможно снижение концентрации в них гемоглобина. Для уточнения характера анемии, кроме анамнеза и клинических данных, необходимы сведения о количестве эритроцитов, концентрации гемоглобина, величине гематокрита, количестве ретикулоцитов, расчетных индексах эритроцитов, морфологии эритроцитов, их объеме и диаметре [8].

Увеличение числа эритроцитов (эритроцитоз, полицитемия) может наблюдаться при уменьшении объема циркулирующей плазмы (гемоконцентрационный, относительный эритроцитоз), а также при активации эритропоэза (абсолютный эритроцитоз) [2].

1.5 Определение времени свертываемости крови по способу Бюркера

На часовое стекло наносят каплю прокипяченной дистиллированной воды и к ней прибавляют каплю крови, добытую уколом из мякоти пальца (следует взять вторую каплю, так как к первой примешивается тканевая жидкость, замедляющая свертывание). Точно отмечается время взятия крови. Тонкой стеклянной палочкой смешивают обе капли. Затем часовое стекло помещают в чашку Петри, на дне которой лежит кусочек смоченной водой фильтровальной бумаги; чашка Петри играет роль влажной камеры. Лучше всего производить исследование при температуре 25°С. Каждые полминуты к краю капли приставляют тоненький кончик вытянутой в нить стеклянной палочки, продвигают к центру капли и, сделав внутри капли несколько все более увеличивающихся спиральных завитков от центра к периферии, вынимают затем из капли. Каждый раз палочку моют и тщательно вытирают досуха. Началом свертывания считается тот момент, когда вслед за вынутым из крови кончиком стеклянной палочки потянется нить фибрина. В норме это происходит через 5–9 мин после взятия капли крови [4].

2. Исследование мочи животных

Исследование мочи является важнейшей процедурой для характеристики общего состояния здоровья пациента и, особенно, почечной функции. В составе диагностического плана анализ мочи оказывает помощь врачу-практику в идентификации самых разнообразных системных заболеваний. Несмотря на всю простоту выполнения, анализ мочи часто проводится неправильно, а полученные результаты ошибочно интерпретируются. Поэтому необходимо твердо придерживаться принципа гарантии качества, а результаты химического исследования мочи и осадка необходимо интерпретировать в сочетании со значениями удельного веса.

Метаболические функции почек играют важную роль для жизни, но моча является продуктом почечной деятельности, легкодоступным для простого, недорогого и быстрого анализа. Клинический анализ мочи включает в себя оценку физических и химических характеристик мочи: анализ содержащихся в моче твердых веществ, других растворенных веществ и микроскопическое исследование осадка мочи [4].

2.1 Правила взятия мочи у животного

исследование кровь моча животное

Существует три обычных метода сбора мочи, а именно, прокол мочевого пузыря, катетеризация и сбор мочи, выделяющейся из организма естественным путем. Выбор метода оказывает влияние на результаты анализа. Последние два из вышеперечисленных методов в большей степени подвержены риску бактериального заражения по сравнению с перфорацией мочевого пузыря. Выделяющаяся из организма естественным путем моча также отражает изменения, произошедшие как в почках, так и в нижних отделах мочеполовых путей.

Методика подготовки животного зависит от метода отбора проб мочи. Уретральная катетеризация связана с наибольшим риском бактериального заражения. Для проведения катетеризации требуется асептическая методика, включая использование стерильного катетера. Для снижения возможности бактериального заражения некоторые практикующие врачи после сбора мочи проводят инфузию антибиотических средств в мочевой пузырь. Отсутствие необходимой квалификации для проведения катетеризации маленьких собак может быть причиной, по которой многие практикующие врачи не проводят исследование мочи.

Прокол мочевого пузыря – это более предпочтительный метод сбора мочи. Преимущество этого метода заключается в том, что интерпретация результатов анализа мочи ограничивается почками и мочевым пузырем. Кроме того, методика перфорации мочевого пузыря при приготовлении бактериальной культуры мочи позволяет избежать заражения образца флорой нижних отделов мочеполовых путей. Прокол мочевого пузыря можно проводить у пациентов всех размеров. Для этой процедуры не требуется особой квалификации, и она не связана с высоким риском бактериального заражения пациентов, склонных к циститу, приводящего к таким заболеваниям как несептический уролитиаз (мочекаменная болезнь).

Неудобством метода прокола мочевого пузыря является загрязнение образца кровью, выделяющейся при прохождении иглы через стенку органа. Этого можно избежать путем применения тройного клапана и отбрасывания первых нескольких миллилитров мочи, загрязненной содержимым иглы. У животных с подозрением на гематурию следует проводить анализ проб мочи, выделяющейся из организма естественным путем, и проб мочи, полученных методом прокола мочевого пузыря. Метод прокола мочевого пузыря должен использоваться только тогда, когда мочевой пузырь прощупывается и содержит мочу.

Методика получения образца мочи путем естественного мочеиспускания подразумевает определенную подготовку животного. Проба, взятая в середине процесса мочеиспускания, характеризуется меньшим риском бактериального заражения, возникающего вследствие контакта мочи с участками вокруг наружного отверстия и конечных отделов мочеиспускательного канала [4].

Читайте также:  Анализ мочи при мочеполовых инфекциях

2.2 Физическая и визуальная оценка

Физические характеристики включают в себя измерение объема, фиксирование цвета, прозрачности или мутности, а также удельного веса (SpG) мочи. За исключением удельного веса, все вышеперечисленные характеристики устанавливаются визуально. Объем мочи, образуемой за данный период времени, – это еще один источник информации о почечной функции. Побочное определение состояния гидратации и удельного веса мочи являются наиболее чувствительными индикаторами состояния почечной функции при проведении клинического анализа мочи. Значение удельного веса (SpG) мочи, равное примерно 1,010 изостенурического гломерулярного фильтрата, является показателем способности почек сохранять или выделять воду. У пациентов с нормальной степенью гидратации с низким или нормальным уровнем содержания азота мочевины в плазме и степенью изостенурии почки функционируют нормально, секретируя воду. У обезвоженных, страдающих гиперазотемией с изостенурией пациентов почечная функция, по-видимому, поставлена под угрозу. Вопрос о том, является ли данное изменение первичной или вторичной дисфункцией, решается путем подробного ознакомления с клинической историей заболевания, записями терапевта и проведения дополнительных лабораторных исследований или повторного анализа мочи. Повышенное мочеобразование с низкими значениями удельного веса имеет место при первичной почечной недостаточности и вторичных нарушениях, таких как сахарный диабет, пиометрит (скопление гноя в полости матки) и гиперкортицизм (гиперфункция коры надпочечников), а также при использовании терапевтических диуретиков и кортикостероидов [2].

Нормальная моча кошек и собак бесцветная или имеет светло-желтую окраску в зависимости от соотношения в моче растворенных веществ и растворителя. Более темный цвет нормальной мочи является показателем высокой концентрации раствореного в моче урохрома, а, следовательно, и более высоких значений удельного веса (SpG). Темно-желтая моча содержит высокую концентрацию урохромов, а, следовательно, характеризуется так же высокими значениями SpG. При длительных тренировках контрольных упряжных и охотничьих собак их тренеры судят о состоянии гидратации собак по цвету их мочи. Патологические состояния, диета и прием лекарственных препаратов (например, сульфамидных препаратов) могут изменять цвет мочи. Если моча имеет розовый, красный, коричневый или черный цвет, это указывает на гемоглобинурию или миоглобинурию при миолизисе. Голубая или зеленая окраска мочи позволяет предположить билирубинурию. Окраска хранящейся мочи постепенно изменяется от темно-желтого до темно-зеленого цвета вследствие окисления билирубина и уробилиногена до биливердина и уробилина, соответственно [6].

Мутность свежесобранной мочи является признаком наличия в моче суспендированных эпителиальных клеток, крови, лейкоцитов и бактерий. Охлаждение свежесобранной, концентрированной прозрачной мочи до комнатной температуры или охлаждение в холодильнике приводит к помутнению пробы мочи, поскольку растворимость высококонцентрированных мочевых солей понижается, и они выпадают в осадок. При исследовании мутной мочи под микроскопом видны кристаллы фосфата. Поэтому перед проведением исследования мочи необходимо довести температуру образца мочи до значений комнатной температуры [1].

2.3 Химический анализ мочи

Значение удельного веса мочи имеет большое значение для интерпретации результатов химического анализа и исследований осадка. Многие пациенты потребляют постоянное количество твердой пищи, но воду могут получать по желанию. Это приводит обычно к широкому диапазону различий между значениями очищения воды в почках и, в свою очередь, разбавлению различных растворенных в моче веществ. Таким образом, как показывают результаты химического анализа мочи, количество выводимой воды оказывает большее влияние на концентрацию растворенных веществ или осадка, чем на общее количество образуемого специфического растворенного вещества. Например, моча, удельный вес которой составляет 1,020, содержит вдвое более высокую концентрацию растворенного вещества по сравнению с мочой, удельный вес которой составляет 1,010. Моча с удельным весом 1,030 содержит втрое более высокую концентрацию растворенного вещества по сравнению с мочой, удельный вес которой равен 1,010. Таким образом, протеинурия 1+ в моче с удельным весом 1,010 – это то же самое количество белка, что и 2+ при значении удельного веса 1,020 или 3+ при 1,030.

Для проведения анализа мочи можно использовать самые разнообразные выпускаемые промышленностью индикаторные бумажные полоски. Некоторые могут использоваться для осуществления большего числа тестов, чем другие, но не все тесты применимы к ветеринарной практике. Обычный ветеринарный анализ мочи включает в себя определение значения рН, содержания белков, глюкозы, кетонов, билирубина и крови в моче.

Методика использования сухих реактивов в процедуре с применением измерительного стержня удобна, но часто применяется неправильно. Каждый отдельный тампон с реагентами на палочке содержит полуколичественный химический колориметрический образец, который при контакте с мочой в течение определенного периода времени должен пройти визуальную классификацию по цвету. Для обеспечения стабильности реактивов необходимо строго учитывать время истечения срока хранения реактивов. Солнечные лучи, влажная среда и тепло ускоряют процесс порчи химического реактива. Надежные результаты могут быть получены только при твердом соблюдении в каждом тесте соответствующего инкубационного периода. Особую информацию об образцах можно получить, изучив вкладыш, прилагаемый к упаковке производителем. Обычная практика вынимания измерительных стержней из бутыли приводит к абсорбции сухими реагентами влаги из воздуха и к их порче.

Образцы подразделяются на следующие классы и выражаются в следующих единицах: 0, следы, 1+, 2+, 3+, и 4+ или в мг/дл. Способность классифицировать по цвету у разных людей сильно различается; люди с цветовой ахроматопсией сталкиваются с трудностями в классифицировании изменений цвета. Лучше пользоваться методикой фиксирования результатов с помощью шкалы от 0 до 4+, чем, выражая изменения цвета в единицах мг/дл, поскольку первый способ поддерживает полуколичественный характер данного анализа, в то время как последний создает ложное чувство уверенности в чувствительности, данной процедуры [1].

Белки. Результаты анализа белков мочи должны интерпретироваться на базе значений удельного веса. Протенурия 1+ у собак с удельным весом мочи SpG более 1,035 является нормой, тогда как устойчивое значение 1+ белков с SpG менее 1,035 требует дальнейших исследований. В отсутствие гематурии / пиурии (наличия гноя в моче) происхождение устойчивой протеинурии связано: с повышенным содержанием гломерулярно-отфильтрованного альбумина, обусловленным повышенным гидростатическим давлением, гломерулонефритом или гломерулярным амилоидозом (амилоидной дистрофией); нарушением механизма абсорбции в почечных канальцах (в основном с мягкой протеинурией) при хроническом интерстициальном (межуточном) нефрите или врожденной панцитопенией (анемией или синдромом Фанкони); с повышением гломерулярной экскреции белков, связанной с незлокачественной и злокачественной гиперглобулинемией, включая миелому клеток плазмы, при которой выводится белок Бенс-Джонса. Другие причины протеинурии включают в себя стресс, лихорадочное состояние, физическую нагрузку и гипертермию (перегревание организма).

В ветеринарной лаборатории должны проводиться как колориметрические, так и нефелометрические исследования (т.е. тест на преципитацию с сульфосалициловой кислотой – APT). При проведении процедуры определения белков с помощью измерительного стержня применяется цветовой индикатор тетрабромфенол, который при значении pH 3 изменяет цвет от желтого до синего. Результаты выражаются в баллах: следы, 1+, 2+, 3+ или 4+. Будучи надежным для определения альбумина, метод определения белков с помощью измерительного стержня, не определяет глобулины или белки Бенс-Джонса при множественной миеломе. Ложно-положительные результаты – это обычное явление, которое обусловлено истощением буферности реагентного тампона вследствие длительного контакта реактива с высоко-буферной, щелочной или загрязненной (антисептиками, такими как хлоргексин или детергентные вещества) мочой. Ложно-положительные результаты настолько часто получаются, что необходимо подтверждать все положительные результаты анализа белков с применением измерительного стержня с помощью теста APT (рис. 2.3.)Нефелометрическое исследование APT представляет собой очень простую процедуру, при которой помутнение, возникающее в результате смешивания равных частей мочи и раствора сульфосалициловой кислоты, оценивается по шкале: 0, следы, 1+, 2+, 3+ и 4+. Данная кислота относится к разряду слабых кислот, безопасна при хранении, при работе с ней пользуются теми же инструментами, что и измерительный стержень, она продается в форме таблеток, которые можно растворить в определенном объеме воды [1].

Для проведения этого теста требуется 5% раствор сульфосалициловой кислоты. Тест осуществляется путем смешивания равных частей мочи и данного раствора. Слева направо: отрицательный белок в моче, 2+ белок, характеризующийся определенной мутностью, и 4+ белок, который обнаруживается в виде осадка.

Значения pH . рН мочи собак и кошек варьируют между 5,5 и 7. Значения pH изменяются в зависимости от диеты: животные, которых содержат на диете с высоким содержанием мяса, склонны иметь кислую мочу вследствие выведения с мочой большого количества сульфатных и фосфатных солей, тогда как моча животных, содержащихся на диетах богатых овощами, имеет щелочную среду. Транзиторное понижение кислотности мочи после приема пищи сопровождается повышением значения pH мочи. Некоторые бактерии, населяющие мочевые пути, обладают способностью расщеплять мочу с формированием аммиак-образующей щелочной мочи. В этих случаях изменение или отсутствие изменений pH может свидетельствовать об успешной или неуспешной терапии, или о рецидиве инфекции мочевых путей.

Глюкоза. Глюкоза, которая имеет большое значение для жизни, хорошо сохраняется в организме и отсутствует в моче нормальных животных. Любая глюкозурия должна пройти тщательную оценку с целью выяснения, носит ли она стойкий, периодический или временный характер. Наличие глюкозы в моче отражает аккумулятивный клиренс глюкозы почками за определенный период времени, тогда как значения содержания глюкозы в крови находятся в динамическом состоянии и характеризуют содержание глюкозы в крови в данной точке в данный момент времени. Периодическая и временная формы глюкозурии связаны с более высокими значениями содержания глюкозы в крови, чем при пороговой временной гипогликемии (примерно 180 мг/дл), которая возникает после приема пищи.

Временная физиологическая глюкозурия, вызванная стрессом, более ярко выражена у кошек, чем у собак, и может быть причиной транзиторной глюкозурии. Эта транзиторная глюкозурия часто проявляется в форме эугликемии, если данное животное перенесло какой-то стресс, например, было сбито машиной за несколько часов до того, как были взяты пробы мочи и крови. Патологическая глюкозурия сахарного диабета сопровождается стойкой гипергликемией. При преддиабете имеет место перемежающаяся глюкозурия при устойчивом нормальном содержании глюкозы в плазме [1].

У собак и кошек периодическая или транзиторная гипергликемия и глюкозурия являются обычными явлениями при преддиабете, возникающем после приема пищи, преддиабете, который лечится стероидами, и преддиабетах со стресс-индуцированной печеночной гликогенолитической транзиторной гипергликемией, вызванной травмой. Самопроизвольный и терапевтический гиперкортицизм указывает на наличие преддиабетического состояния. Перед тем, как отклонить диагноз перемежающейся глюкозурии как транзиторного заболевания, необходимо исключить диагноз преддиабета либо на основании истории стресса, либо путем измерения уровня глюкозы в плазме через два часа после кормления. Глюкозурия ослабленной реабсорбции в почечных канальцах встречается редко и обычно сопровождается умеренной протеинурией синдрома Фалькони (собаки Basenji) или проявляется в форме приобретенной дисфункции почечных канальцев у пациентов, страдающих от аминогликозидного отравления [4].

Билирубин. Билирубинурия часто наблюдается в концентрированной моче нормальных собак, но не обнаруживается у кошек и у большинства других видов. В результате того, что в норме у собак имеет место низкий критический уровень экскреции билирубина, билирубинурия от следов до 1+ считается нормой при исследовании методом измерительных стержней. В моче содержится только связанный билирубин. Гипербилирубинурия обнаруживается при заболевании печени, непроходимости желчных протоков, желчекаменной болезни (холелитиазе) и гемолизисе. У собак тяжелая форма билирубинурии предшествует гипербилирубинемической гепатопатии. У собак с тяжелой формой гемоглобинемии, сопровождающей внутрисосудистый гемолизис, происхождение некоторого количества мочевого билирубина может быть обусловлено билирубином, связанным почками и печенью.

При билирубинурии используется другая процедура, результаты которой следует интерпретировать на базе значений концентрации мочи (т.е. ее удельного веса). Необходимо использовать свежесобранные пробы мочи, поскольку билирубин постепенно окисляется до биливердина [1].

2.4 Микроскопическое исследование мочи

Клетки в моче. При исследовании осадка мочи в норме обнаруживаются 0–3 в поле зрения лейкоцитов, 0–3 в поле зрения эритроцитов. Повышенное количество лейкоцитов в моче называется пиурией, свидетельствует о воспалении. Пиурия часто обусловлена бактериальной инфекцией. Появление большого количества эритроцитов в моче называется гематурией. Частой причиной появления крови в моче являются уролиты.

Эпителиальные клетки в мочевом осадке имеют различное происхождение, их слущивание происходит с органов, покрытых различными видами эпителия (плоского эпителия, переходного эпителия, почечного эпителия). Небольшое количество эпителиальных клеток в моче является нормой, почти всегда в мочевом осадке встречаются клетки плоского эпителия и переходного эпителия. Клетки плоского эпителия, попадающие в мочу из влагалища, наружных половых органов и мочеиспускательного канала особого диагностического значения не имеют. Переходный эпителий выстилает слизистую мочевого пузыря, мочеточников, почечных лоханок, крупных протоков предстательной железы. Повышенное количество клеток переходного эпителия может быть связано с воспалительным процессом, интоксикациях, мочекаменной болезни или опухолью мочевых путей. При обнаружении в осадке мочи конгломератов и пластов эпителиальных клеток, умеренно или значительно различающихся по величине и структур, необходимо дальнейшее исследование для определения возможной злокачественности этих клеток. Тогда из капли осадка мочи делают мазок для цитологического исследования. Единичные в препарате клетки почечного эпителия на фоне нормальной микроскопической картины мочевого осадка не дают основания говорить о патологии. Клетки почечного эпителия можно обнаружить в мочевом осадке при поражении паренхимы почек, интоксикациях, расстройствах кровообращения. Обнаружение клеток почечного эпителия вместе с цилиндрами говорит нам о тяжелом поражении почек [5].

Цилиндры в моче. Представляют собой белковые или клеточные образования канальцевого происхождения, имеющие цилиндрическую форму и различную величину. В мочевом осадке различают гиалиновые, зернистые, восковидные, эпителиальные, эритроцитарные, лейкоцитарные, пигментные цилиндры. В нормальной моче животных можно встретить гиалиновые цилиндры 1–2 в препарате. Цилиндрурия является симптомом поражения почек.

Кристаллурия в моче. В кислой моче оседают кристаллы оксалатов, мочевой кислоты, аморфных уратов, ксантина, цистина, в щелочной моче кристаллы струвита, аморфные фосфаты, карбонаты. По внешнему виду кристаллов при микроскопии осадка мочи можно получить только очень неопределенную информацию, это несовершенная методика, поскольку внешний вид кристаллов изменяется под воздействием многочисленных факторов, для точной идентификации нужны сложные специальные анализы. При идентификации кристаллов нужно точно знать РН мочи, и не забывать, что кристаллы могут сильно различаться по форме. Кристаллурия не является синонимом диагностики уролитиаза у животного, и не является единственным критерием оценки состава камня при наличии уролитов. Даже если у животного с уролитиазом наблюдается кристаллурия, вовсе необязательно, что уролиты образованы из тех же минералов, что и кристаллы, они могут составлять лишь часть уролитов. И у животного с кристаллурией не всегда образуются уролиты. Наиболее часто встречающиеся кристаллы в моче кошек и собак.

Струвиты (трипельфосфаты) представляют собой трех – шести-, восьмигранные призмы, иногда соединяются в структуры типа листа папоротника, Образовываются струвиты в щелочной моче (приложение 2) [1].

2.5 Исследование мочевого осадка

Для исследования мочевого осадка можно провести центрифугирование 5 или 10 мл мочи при низких скоростях центрифугирования (приблизительно 2000 оборотов в минуту) в течение пяти минут. Исследование мочевого осадка можно проводить как во влажном состоянии, так и в сухом состоянии. Препараты мочевого осадка могут быть как окрашенными, так и неокрашенными. Необходимо дать характеристику кристаллов на влажных препаратах. Окрашивание препаратов осадка увеличивает возможности визуализации клеточных элементов. Методу окрашивания отдается предпочтение теми, у кого нет достаточно большого опыта проведения анализа мочи.

Для исследования влажных препаратов мочи существует целый ряд производимых в промышленности красителей (краситель Штейнгеймера-Мальбима, новый метиленовый синий, краситель Райта). Красители судан III или судан IV используются для зрительного наблюдения липидов. Для проведения исследования влажных препаратов капля ресуспендированного в примерно 0,5 мл мочи осадка помещается на предметное стекло и накрывается покровным стеклом. Препарат исследуется под микроскопом, сначала при малых увеличениях (100 Х) для сканирования мочевых цилиндров, а затем при больших увеличениях (400 Х) для полуколичественного анализа эпителиальных клеток, красных кровяных телец, белых клеток крови, микроорганизмов, кристаллов и других элементов (капелек жира, сперматозоидов). Для каждого элемента фиксируется среднее количество, обнаруженное при осмотре десяти полей зрения микроскопа. Методы окраски по Граму и Райту используются для приготовления прочно окрашенных сухих препаратов. Хотя окраска по Граму используется для классификации бактерий, имеет место изменение цвета окрашенного препарата в случае присутствия в моче мертвых бактерий и бактерий в выделениях. Хотя характеристики классификации бактерий с использованием окраски по Гимсу не совпадают с характеристиками окраски по Граму, краситель Гимса хорошо прокрашивает большинство бактерий, что позволяет четче рассмотреть их морфологию и облегчает процесс их обнаружения в сравнении с методом окраски по Граму. Для проведения окраски по Гимсу сухие препараты мочевого осадка после окрашивания промываются. При этом белки плазмы «приклеивают» кровяные клетки к стеклу. Однако, концентрация белков в моче часто недостаточна для сохранения осадка. Для повышения содержания белков в осадке мочи в отфильтрованный осадок можно добавить небольшую каплю бесклеточной плазмы крови. Затем мочевой осадок подвергается ресуспендированию приблизительно в 0,5 мл мочи, и капля полученной суспензии помещается на предметное стекло, как описано для процедуры приготовления мазка периферической крови. Затем препарату перед окрашиванием дают окончательно подсохнуть.

Читайте также:  Анализ мочи при мочеточниковом стенте

Результаты исследования мочевого осадка следует интерпретировать с учетом метода сбора, значений удельного веса и свежести образца мочи. Образец, полученный методом естественного выделения мочи из организма, может содержать клетки, попадающие в мочу из мочеполовых путей. Задержка с проведением анализа мочи может привести к разрастанию в пробе бактерий или грибов [8].

Лабораторные методы исследования в диагностическом отношении не принадлежат к числу специфических, т.е. строго патогномоничных для различных заболеваний. Их использование диктуется необходимостью получения более точных данных о выраженности и динамике патологических изменений в организме больных животных, состоянии функциональных резервных возможностей дыхания, кровообращения, водно-электролитного баланса, питания и белкового обмена, системы гемостаза и эндокринного фона, эндогенной интоксикации, общей сопротивляемости.

К использованию общеклинических методов лабораторного исследования приступают сразу после завершения физикального обследования, а в неотложных ситуациях в ходе его проведения. Наиболее распространенными, выполняемыми в первоочередном порядке являются: изучение показателей крови, анализы мочи и другие.

Данные методы широко применяются для диагностики различных заболеваний и, основываясь на показаниях этих первых, общедоступных приемов, уже с первых часов лечения больных животных с учетом клинических показателей их состояния, можно оценить эффективность, содержание и интенсивность мероприятий по оказанию им помощи.

1. Березов, Т.Т., Коровкин, Б.Ф. Биологическая химия // Т.Т. Березов, Б.Ф. Коровкин. – М.: Медицина, 1990 г.

2. Долгов, В.В., Морозова, В.А. Клинико-диагностическое значение лабораторных показателей // В.В. Долгов, В.А. Морозова. – М.: Медицина, 1997 г.

3. Козлов, А.А., Берковский, А.Л., Простакова, Т.М. Клиническая лабораторная диагностика // А.А. Козлов, А.Л. Берковский, Т.М. Простакова. – М.: Мир библиографии. – 1997, №9., – с. 19–20

4. Мейер Д., Харви Д. Ветеринарная лабораторная медицина. Интерпретация и диагностика // Д. Мейер, Д. Харви. – М.: Сфоион, 2007 г.

5. Клинический диагноз – лабораторные основы / Под ред. В.В. Меньшикова, И.И. Дедова. – М.: Медицина, 1987 г.

6. Справочник по клиническим методам исследования / Под ред. Е.А. Кост. – М.: 2е изд., 1975 г.

7. Медицинские лабораторные технологии и диагностика / Под ред. А.М. Карпиценко. – С – Петербург.: Справочник, Т.1, 1998 г.

источник

ИССЛЕДОВАНИЕ МОЧИ

Физические свойства мочи. Исследование физических свойств мочи включает определение величины суточного диуреза, удельного веса, запаха, цвета и консистенции мочи. Физические свойства мочи, ее реакция и частота мочеиспусканий у здоровых животных приведены в табл. 35.

Определение химических свойств мочи. При исследовании химических свойств мочи определяют содержание в ней белка, глюкозы, лактозы и мальтозы, кровяных пигментов, ацетона и др.

Исследование на белок. В моче здоровых животных, как правило, белок обычными методами не обнаруживается. Альбуминурия — выделение белка с мочой — может быть следующей.

1. Физиологической — при скармливании большого количества концентрированных кормов, после сильного мышечного напряжения и у новорожденных животных.
2. Патологической: 1) ложной — когда белок попадает в мочу при заболеваниях мочевыводящих путей и из половых органов; 2) истинной — при заболеваниях почек (нефриты, нефрозы), при многих инфекционных заболеваниях (мыт, инфекционная анемия, чума собак, злокачественная катаральная горячка, рожа свиней и др.), гемоспоридиозах, отравлениях различными ядами.
При исследовании на белок моча должна быть свежей и прозрачной, мутную мочу фильтруют.

Качественное определение белка. Наличие белка в моче можно определять пробой кипячением и пробой с сульфосалициловой кислотой.

1. Проба кипячением. В пробирку наливают 5-10 мл мочи и прибавляют 5-10 капель 10%-ного раствора уксусной кислоты, смешивают и подогревают верхний слой мочи до кипения. При наличии белка в моче появляется опалесценция (муть) или хлопьевидный осадок. При отрицательном результате исследования к еще горячей моче приливают равный объем насыщенного раствора поваренной соли. Быстрое помутнение всей жидкости свидетельствует о наличии белка.

2. Проба с сульфосалициловой кислотой (по Рош и Вильяму). К 3-5 мл мочи прибавляют по каплям 20%-ный раствор сульфосалициловой кислоты (хранят в темном флаконе в темноте). При наличии белка появляется опалесценция или белый хлопьевидный осадок. Помутнение, вызванное наличием альбумоз, при нагревании мочи исчезает, а при охлаждении появляется вновь.

Количественное определение белка (по Эсбаху). В альбуминометр (градуированная пробирка с коническим дном) наливают до метки «Р» реактив (пикриновая кислота — 1 г, лимонная кислота — 2 г, дистиллированная вода — 100 мл), до метки «М» добавляют подкисленную прозрачную мочу. Сосуд плотно закрывают резиновой пробкой и смешивают осторожно обо жидкости. Заряженный альбуминометр оставляют при комнатной температуре на 24 часа, после чего определяют количество белка по шкале. Найденное число показывает содержание белка в г°/00. Альбуминометр Эсбаха снабжен делениями от 0,1 до 12,0 г°/оп.

Исследование на глюкозу. Моча здоровых животных обычно не содержит Сахаров, в том числе и глюкозы. Глюкозурия — выделение глюкозы с мочой — может быть следующей.

1. Физиологической — при скармливании животным кормов, содержащих много углеводов (алиментарная глюкозурия).
2. Патологической: 1) токсической — вследствие отравления ядами (скипидар, окись углерода, сулема и др.);
2) симптоматической — как один из признаков заболевания животных (сахарный диабет, бешенство травоядных, нервная форма чумы собак, болезнь Ауески, болезни печени, повреждения черепа и др.).

Качественное определение глюкозы. Определяют глюкозу в моче пробой с медным купоросом (по Бенедикту). В пробирку берут 5 мл реактива (медный купорос — 17,3 г, лимоннокислый натрий — 173 г, углекислый натрий — 100 г, дистиллированная вода — до 1 л, прибавляют 8-10 капель (0,4-0,5 мл) мочи. Пробирку нагревают 2 минуты на пламени или 5 минут в кипящей водяной бане, после чего пробирку охлаждают 5-7 минут. При наличии в моче сахара жидкость приобретает зеленую, желтую или красную окраску с осадком на дне пробирки. При зеленой окраске жидкости, но без наличия осадка на дне пробирки реакция считается отрицательной. Положительную реакцию отмечают при содержании в моче глюкозы выше 0,05 г%. При 0,05-0,50 г% глюкозы цвет жидкости зеленый, 0,5-1,0 г% — желто-зеленый, при 1 г% — желтый, выше 2 г% — красный.


Количественное определение глюкозы.

Количество глюкозы в моче определяют бродильной пробой. В прооирку наливают 20 мл мочи (освобожденной от белка кипячением и фильтрованием) и прибавляют кусочек дрожжей величиной с горошину, тщательно растирают стеклянной палочкой до образования тонкой эмульсии. Полученной мутной жидкостью заряжают сахарометр Эйнгорна с таким расчетом, чтобы в верхнем слепом конце прибора (со шкалой) не было воздуха. Заряженный сахарометр помещают в термостат на 24 часа при температуре 61 . В результате брожения глюкозы в верхнем (слепом) конце приоора скапливается над мочой двуокись углерода. По шкале делении, нанесенных на этом конце сахарометра, определяют личество сахара (левая шкала показывает процент сахара,правая — объем двуокиси углерода). Молочный сахар в отличие от глюкозы не дает брожения.

Исследование на мальтозу и лактозу (по Вёлку).

К 10 мл мочи прибавляют 5 мл концентрированного раствора аммиака и 10 капель 20%-ного раствора едкого калия. Нагревают в водяной бане при 60° 30 минут. При наличии мальтозы через несколько минут появляется красный цвет. Коричневая окраска указывает на присутствие в моче, лактозы.
Л а к т о з у р и я — появление в моче молочного сахара — наблюдается при маститах, родильном парезе, закупорке сосков вымени, а также при стельности коров (физиологическая лактозурия).

Исследование на пигменты крови.

Пигменты крови в моче могут быть обнаружены: 1) при гематурии, возникшей вследствие крово- течения в мочевые органы (травма почек, распад новообразований, геморрагический инфаркт почек, воспаление их, почечные колики, травмы и воспаление мочевыводящих путей); 2) при гемогло- бинурии, явившейся результатом повышенного распада зритроцитов (при отравлениях, гемоспоридиозах, миоглобинурии, плевропневмонии, гангрене легких).

Обнаруживают кровяные пигменты в моче бензидиновой пробой (по Адлеру). В пробирку вносят на кончике ножа бензидин, растворяют его в 1 мл концентрированной уксусной кислоты, прибавляют 1 мл 3%-ной перекиси водорода и 3 капли подкисленной уксусной кислотой мочи. При наличии крови в моче жидкость окрашивается от зеленого до синего цвета.

Определение индикана.

У здоровых животных в моче постоянно содержится индикан. Индиканурия — увеличение выделения индикана с мочой — встречается при заболеваниях, связанных с усиленным распадом белка в тканях (гнойный плеврит, гангрена легких и др.) или с интенсивным гниением белковых веществ в кишечнике (кишечная непроходимость, острый или хронический катар тонких кишок с резким ослаблением перистальтики и др.).
Наличие индикана в моче определяют пробой с хлорным железом (по Обермейеру). В пробирку берут 5 мл мочи, подкисленной несколькими каплями соляной кислоты, и прибавляют 0,5-1,0 мл 20%-ного раствора уксуснокислого свинца. Взбалтывают и фильтруют через бумажный фильтр. К фильтрату добавляют равный объем реактива Обермейера (хлорное железо — 0,2 г, концентрированная соляная кислота — 100 мл) и 2унл хлороформа. Закрытую резиновой пробкой пробирку несколько раз переворачивают, хлороформ опускается на дно и при наличии индикана окрашивается в синий или фиолетовый цвет.

Определение кетоновых (ацетоновых) тел.

Кетоновые, или ацетоновые, тела (ацетон, ацетоуксусная и бета-оксимасляная кислота) являются нормальной составной частью мочи, но обычными качественными пробами они не выявляются. Кетонурия (ацетонурия) — выделение с мочой большого количества указанных тел — сопровождает такие заболевания как ацетонемия коров, алиментарная кетонурия суягных овец (нервичные кетозы), иногда родильный парез, сахарный диабет, атонии преджелудков и тимпании, кормовые отравления, травматический ретикулит, катары и воспаление сычуга, ряд заболеваний половых органов, паратиф телят (вторичные кетозы).
Для обнаружения в моче кетоновых тел применяют пробу с нитропрусспдом натрия. На кусочек фильтровальной бумаги насыпают немного реактива (сернокислый аммоний — 20 г, углекислый натрий — 20 г, нитропруссид натрия — 1 г, на реактив наносят 1 — 2 капли мочи. При наличии кетоновых тел сероватый порошок приобретает цвет от розового до темно-фиолетового. Моча, не имеющая повышенного содержания кетоновых тел, цвет порошка не изменяет.
Определение уробилина.

В норме уробилин содержится в моче в незначительном количестве. Уробилинурия — увеличенное содержание уробилина в моче — встречается при относительной или абсолютной неспособности печени задерживать уробилиноген, что наблюдается при гепатитах, гемоспоридиозах, отравлениях четыреххлористым углеродом и сероуглеродом, абсцессе легких, пневмонии, кровопятнистой болезни, чуме собак.

Уробилин определяют в моче пробой с кислотой и эфиром (по Флоренсу в модификации Н. Н. Комарицина). В пробирку к 5 мл мочи медленно прибавляют 5-8 капель крепкой серной кислоты, перемешивают и вливают 2 мл этилового эфира. Закрывают пробкой и переворачивают пробирку в течение 3-5 минут. После отстаивания (примерно 5 минут) отсасывают около 1 мл верхнего слоя эфира и смешивают с 1 мл концентрированной соляной кислоты в другой пробирке. При наличии уробилина в моче смесь постепенно изменяет свою окраску и к исходу 10-й минуты может приобрести цвет от розового до вишнево-красного.

Микроскопическое исследование осадка мочи. Осадок получав ют отстаиванием, фильтрованием или центрифугированием мочи. Лучше всего подвергнуть мочу центрифугированию в течение 10 ми-j нут. Жидкую часть мочи сливают, а затем в пипетку набирают небольшое количество осадка, который переносят на предметное стекло и распределяют по нему тонким слоем. Вначале препарат! рассматривают под микроскопом при малом, а затем при среднем увеличении.

Неорганизованные осадки:

1) щелочной мочи — углекислый кальций, триппельфосфат, фосфорнокислый кальций, гиппуровая кислота, мочекислый аммоний; 2) кислой мочи — щавелевокислый кальций, сернокислая известь, мочевая кислота,; ураты.

Организованные осадки: клеточные элементы — лейкоциты и эритроциты, клетки эпителия (почечного, почечной лоханки, мочевыводящих путей); микроорганизмы, спермин; цилиндры — мочевые, эпителиальные, зернистые, восковые, гиалиновые.


ИССЛЕДОВАНИЕ ФЕКАЛИЙ

Определение физических свойств фекалий. При исследовании физическихсвойств фекалий обращают внимание на их цвет, запах, консистенцию, а также на наличие в них посторонних примесей — инородных тел, пузырьков газа, слизи, крови, гноя и т. п.

Химическое исследование фекалий.

Основной задачей химического,исследования фекалий является определение в них органических кислот, аммиака, крови, стеркобилина и билирубина.
Определение органических кислот (по Гуаффону и Ру). Из хорошо размешанного кала отвешивают в фарфоровую ступку пробу в 10 г. Затем наливают в цилиндри100 мл воды и постепенно приливают из него 80-90 мл в ступку с калом, тщательно растирая его; сюда же прибавляют 2 мл 30%-ного .раствора иолуторахлористого железа к,20-30 капель 1 %-ного спиртового раствора фенолфталеина. Отвешивают 2 г гидрата окиси кальция (гашеной извести), смешивают с оставшейся в цилиндре водой и сливают в ту же ступку. Все вместе тщательно размешивают, смесь должна иметь красный цвет, в противном случае прибавляют еще гидрат окиси кальция. Через 10 минут смесь фильтруют через бумажный фильтр.

В химический стаканчик отмеривают 25 мл прозрачного красного фильтрата и нейтрализуют его 0,1 и. раствором соляной кислоты до появления розового цвета. В случае обесцвечивания от неосторожного прибавления избытка соляной кислоты можно восстановить слабо-розовое окрашивание прибавлением по каплям 0,1 н. раствора едкого натра. Количество щелочи, прибавленной для нейтрализации соляной кислоты, не учитывают при расчете. К нейтральному фильтрату прибавляют 15 капель 0,5%-ного спиртового раствора диметиламидоазобензола и титруют 0,1 н. раствором соляной кислоты до изменения желтого цвета в розовато-оранжевый.

количество миллилитров 0,1 н. раствора соляной кислоты, пошедшее на титрование, соответствует содержанию органических кислот в 25 мл фильтрата; его умножают на 4, чтобы привести к 100 мл фильтрата, что будет соответствовать содержанию органических кислот в 10 г кала.
В норме, т. е. при равновесии активности бродильной и гнилостной микрофлоры, содержание органических кислот в кале выражается следующей величиной: у лошади -12 мл, у телят однодневного возраста — 2,7 мл (от 1,2 до 6,4), в возрасте 2-15 дней — 7,8 мл (от 2,4 до 22,0), в возрасте 15-30 дней — 8,1 мл (от 2,0 до 15,6) и в возрасте старше 30 дней — 9,9 мл (от 4,0 до 19,0) и у собак — 7,9-18,0 мл. При усиленном брожении Количество органических кислот увеличивается, а от усиления гнилостных процессов, подавляющих бродильную микрофлору, — уменьшается.

Определение аммиака (по Гуаффону и Ру).

Для исследования на аммиак, кроме реактивов, применяемых для определения органических кислот (см. выше), нужен продажный формалин. Его разводят пополам дистиллированной водой и непосредственно перед употреблением нейтрализуют 0,1 н. раствором едкого натра в присутствии индикатора фенолфталеина. Для определения аммиака берут 25 мл фильтрата, оставшегося от определения органических кислот, точно так же нейтрализуют, как в упомянутом анализе, до появления бледно-розового цвета. Затем прибавляют 5 мл нейтрализованного формалина, несколько капель фенолфталеина и титруют 0,1 н. раствором едкого натра до появления неисчезающей розовой окраски. Количество аммиака в кале выражают числом миллилитров раствора щелочи, потребным для нейтрализации 100 мл фильтрата (т. е. 10 г кала), для чего потраченное при титровании количество щелочи умножают на 4.
В норме содержание аммиака соответствует у лошади 2-3 мл, у телят однодневного возраста — 2,4 мл (от 1,0 до 3,6), в возрасте 2-15 дней — 6,4 мл (от 1,6 до 12,0), в возрасте 15-30 дней — 5,6 мл (от 2,8 до 10,8) и в возрасте старше 30 дней — 2,3 мл (от 0,6 до 6,0) и у собак — 3,2-8 мл. Увеличение содержания аммиака свидетельствует об усилении процессов гнилостного распада белка в кишечнике; содержание аммиака ниже нормы указывает на уменьшение гниения.

Определение крови (по Адлер — Шлезингер — Хольсту).

В чистую сухую пробирку опускают небольшое количество бензидина, взятого на кончике ножа, и добавляют 2,5-3,0 мл крепкой уксусной кислоты. К полученному прозрачному, буровато-серого цвета раствору приливают 3 мл 3%-ной перекиси водорода. Небольшой кусочек кала, тщательно размешивая, разводят в 5-6 мл воды и 5 — 6 капель этой смеси вливают в пробирку с реактивом. При на¬ личии в кале крови жидкость в пробирке окрашивается в зеленый, гине-зеленый или синий цвет.
Определение стеркобилина и билирубина. Кусочек кала растают в фарфоровой ступке с небольшим количеством концентрированного раствора сулемы (12,5 г сулемы растворяют при нагревании в 250 мл дистиллированной воды, фильтруют) и оставляют в открытой чашке Петри при комнатной температуре на 10-20 часов Кал, содержащий стеркобилин, окрашивается в кирпичнокрасный цвет, а частицы кала, содержащие неизмененный билирубин, окрашиваются при этом в зеленый цвет.

источник