Меню Рубрики

Анализ мочи на посев при туберкулезе

Анализ мочи – один из способов выявления микобактерий туберкулеза в организме человека. Он применяется наряду с туберкулиновыми пробами, аппаратными методами диагностики, анализами крови и мокроты.

Исследование используется для выявления внелегочных форм заболевания: туберкулеза почек, мочевыводящих путей, половой системы.

Как проводится анализ мочи для выявления возбудителей заболевания, какие правила нужно соблюдать, чтобы получить точный результат?

Туберкулез почек и мочеполовой системы встречается реже, чем легочная форма заболевания, но из-за отсутствия выраженных симптомов и осложненной диагностики часто вызывает серьезные последствия.

Фото 1. Изображение почек, видоизмененных туберкулезной инфекцией.

Основное показание к проведению анализа мочи — подозрение на внелегочную форму туберкулеза. Данное исследование назначается людям, которые на протяжении долгого времени безуспешно лечатся от таких патологий, как цистит, воспаление предстательной железы и придатков, почек, мочекаменная болезнь. Отсутствие результатов лечения мочеполовых заболеваний может говорить о том, что их причиной являются микобактерии туберкулеза.

При подтвержденном диагнозе это исследование проводится для того, чтобы определить вид микобактерий и подобрать правильную схему лечения, а в запущенных случаях — для оценки состояния мочевыводящей системы.

Справка. При легочной форме заболевания общий анализ мочи практически неинформативен, так как патологический процесс не вызывает ярких изменений в ее составе.

При поражении организма туберкулезом микобактерии выделяются со всеми биологическими жидкостями, в том числе и с мочой. Наиболее точные методы диагностики заболевания — бактериоскопия или посев образца биоматериала на питательные среды. Для выявления микроорганизмов используется утренняя порция мочи, причем исследование рекомендуется повторить 2-3 раза, так как определить заражение с помощью первой порции мочи удается далеко не всегда.

Важно! Внелегочные формы туберкулеза зачастую протекают бессимптомно (иногда больные ощущают небольшой дискомфорт в области поясницы), поэтому анализ мочи играет важную роль в своевременной диагностике и терапии заболевания.

Для получения достоверного результата пациенту рекомендуется следовать нескольким правилам:

  • за сутки не употреблять продукты, которые могут изменить цвет жидкости (свекла, черника, морковь и т.д.);
  • отказаться от приема некоторых медикаментов: диуретиков, витаминов группы В, аспирина;
  • женщинам сбор материала лучше осуществлять до или после менструального кровотечения.

Перед сбором мочи рекомендуется тщательно помыть половые органы, после чего собрать «среднюю» мочу в стерильную емкость. Чтобы избежать загрязнения и попадания бактерий в биоматериал, емкость необходимо сразу же плотно закрыть. Перед сдачей образца в лабораторию его следует хранить в прохладном месте.

Внимание! Загрязнение биоматериала может привести к угнетению роста микобактерий и получению ложноотрицательного результата.

Микобактерии туберкулеза относятся к низшим грибам и представляют собой палочки длиной не более одной сотой миллиметра. В анализе мочи их можно выявить тремя способами: бактериоскопическим, бактериологическим, с помощью биологической пробы.

Бактериоскопический (по Цилю-Нильсену). Суть метода заключается в том, что микобактерии не способны жить в кислотной среде, поэтому для их выявления используются специальные реактивы, которые окрашивают все неустойчивые структуры. Сначала их обесцвечивают с помощью серной кислоты, после чего вводят раствор метиленового синего. Благодаря этому все структуры и клетки приобретают ярко-синий цвет, за исключением микобактерии, которая становится малиново-красной.

Минус данного способа заключается в том, что мочу достаточно сложно очистить от посторонних примесей, из-за чего точность исследования снижается (для повышения диагностической ценности исследования мочу берут с помощью катетера).

Бактериологический. Еще один способ выявления возбудителей туберкулеза в анализе мочи — бактериологический. Для выполнения берется осадок мочи, после чего его культивируют на питательной среде.

Минус метода — достаточно долгое ожидание результата. Точные сроки варьируются в зависимости от вида среды, которая применяется для культивации биоматериала. При использовании кровяной среды результат придется ждать около 7 дней, картофельной — 30-45 дней.

Фото 2. Результат бактериологического теста: в чашке Петри выращены бактерии, которые находились в осадке мочи пациента.

Биологическая проба. Наиболее чувствительный метод выявления микобактерий, который часто используется вместо реакции Манту.

Для проведения исследования морской свинке вводят образец мочи, через несколько месяцев животное можно использовать для точной диагностики. Чтобы поставить диагноз раньше, можно взять у свинки туберкулиновую пробу.

Точность бактериоскопического и бактериологического анализа составляет около 80%, точность биологической пробы — 100%.

Для выявления туберкулеза мочеполовой системы используется не только бактериологический, но и общий анализ мочи. Показателями заболевания являются не только микобактерии, но и характерные гвоздевидные лейкоциты, белок (протеинурия), неспецифические бактерии, повышение концентрации эритроцитов. Кислая реакция образца биоматериала наблюдается примерно в 60% случаев, поэтому не может считаться точным критерием диагностики.

Справка. Наиболее информативным показателем туберкулеза, по мнению большинства специалистов, является классическая триада: пиурия (наличие гноя в образце), альбуминурия (или следы белка), а также кислая реакция.

источник

Показанием к проведению анализа мочи на туберкулез является подозрение на наличие патологии. Нередко подобная диагностика требуется людям, которым нельзя делать пробу Манту или туберкулиновый тест из-за наличия противопоказаний. Чтобы исследование полимеразной цепной реакции дало правильные результаты, важно подготовиться к сдаче биологической жидкости.

ПЦР мочи на туберкулез может применяться вместо Манту у детей и взрослых для уточнения диагноза. Важно сдать первую утреннюю порцию урины, полученную до приема пищи, употребления жидкостей. Как и на общий анализ мочи, на бактериоскопию требуется средняя порция (около 50-100 мл). Предварительно важно за 1-2 суток ограничить употребление в пищу моркови, свеклы, черники и прочих красящих продуктов, которые могут придавать моче нехарактерный для нее цвет. Кроме того, запрещено употребление алкогольных напитков, вступление в половое сношение.

Женщинам необходимо дождаться окончания менструации.

Предварительно следует тщательно промыть половые органы. Кроме того, женщинам при обильных выделениях рекомендуется вставлять во влагалище тампон: это поможет избежать искажения результатов. Емкость для сбора биологической жидкости должна быть чистой. Рекомендуется приобрести специальные стерильные пластиковые контейнеры в аптеке.

Трогать емкость руками изнутри не следует (так можно занести в нее бактерии, из-за которых результаты исследования будут искажены), после сбора мочи сразу закрыть крышкой.

Рекомендуется начать испражняться в унитаз, после чего подставить контейнер, собрать требуемое количество жидкости. Завершать мочеиспускание следует тоже в унитаз. Моча должна быть доставлена в лабораторию не позже, чем через 2 часа после сбора; в противном случае могут начаться реакции, из-за которых исследование будет неточным.

Если Манту ребенку или взрослому проводить запрещается, в качестве диагностического метода используется ПЦР на туберкулез, анализ крови, флюорография. Анализ мочи на микобактерии туберкулеза помогает обнаружить возбудителей патологического процесса при их наличии, требуется для подтверждения или опровержения диагноза. Обнаружить палочку Коха возможно несколькими способами: бактериоскопическим, бактериологическим и посредством биологической пробы. Каждая из методик имеет преимущества и недостатки; выбор осуществлять должен специалист.

Поскольку бактерии погибают в среде с высокой кислотностью, для их обнаружения берутся реактивы, окрашивающие неустойчивые структуры. Первым делом для обесцвечивания применяется серная кислота. После используют раствор метиленового синего. Все структуры синеют; исключение составляют лишь приобретающие малиновый оттенок патогенные микроорганизмы.

Туберкулез — не приговор! Наша постоянная читательница порекомендовала действенный метод! Новое открытие! Ученые выявили лучшее средство, которое моментально избавит вас от туберкулеза. 5 лет исследований. Самостоятельное лечение в домашних условиях! Тщательно ознакомившись с ним, мы решили предложить его и вашему вниманию. Читать далее >>

Недостатками подобной методики являются затруднения с очищением мочи от посторонних примесей, которые могут становиться причиной искажения данных. Исследование покажет более точные результаты, если урина будет взята с использованием катетера.

Такой способ диагностики туберкулеза представляет собой культивацию на питательной среде выпавшего осадка. Минусом методики является высокая длительность ожидания результатов. Сроки могут варьироваться в зависимости от выбранной среды: при выборе кровяной ожидание составляет примерно 1 неделю, для картофельной увеличивается до 1-1,5 месяцев.

С помощью данного анализа можно выяснить, имеется ли в организме инфекционно-воспалительный процесс. Не всегда однако он показывает наличие палочек Коха при туберкулеза легких, ПЖ и других внутренних органов. По этой причине исследование дополняют другими. Анализ по Нечипоренко позволяет установить общую численность эритроцитов, лейкоцитов и белковых клеток в сданном образце биологической жидкости.

Считается самым достоверным методом. Осадок из мочи вводится в брюшную полость или подкожно животному (чаще крысе либо морской свинке). Затем за грызуном наблюдают на протяжении 1 месяца. Если человек болен, животное также будет заражено, вскоре погибнет. При этом будут наблюдаться очаги инфекции. Выяснить, заразилось ли животное, можно и раньше, сделав ему анализ крови или пункцию из лимфатических узлов. Такой способ применяется нечасто, поскольку часто у лаборатории отсутствует возможность к его проведению.

Биологическая проба позволяет определить наличие палочек Коха в урине в 100% случаев.

Общий анализ мочи при туберкулезе не считают информативной методикой, поскольку изменения наблюдаются лишь у 60% больных. Чаще всего таким способом удается обнаружить туберкулез почек. Не слишком информативен и анализ по Нечипоренко: он не позволяет выявить, какие бактерии присутствуют в урине, указывает лишь на наличие воспаления, которое не всегда бывает вызвано туберкулезом.

Бактериоскопическое исследование более информативно, позволяет установить наличие возбудителей в детском или взрослом организме с вероятностью до 80%.

Посев мочи на туберкулез обладает большей информативностью. Из-за слишком долгого ожидания его часто заменяют на ПЦР мочи: эта методика позволяет установить наличие микобактерий даже при отсутствии почечных изменений, при поражениях легких.

источник

В диагностике заболеваний почек и мочевого пузыря общий анализ мочи зачастую оказывается недостаточно информативным. При подозрениях на инфекционный процесс в мочевыводящей системе необходимы исследования, позволяющие выявить его возбудителя и определить чувствительность бактерий к антибиотикам. С этой целью пациентам назначают проведение бактериологического посева мочи. Несмотря на повышенные требования к сбору материала и высокую продолжительность исследования, данный метод является наиболее предпочтительным, так как позволяет лечащему врачу определить максимально эффективную схему лечения.

Бак посев мочи – это микробиологический анализ, проводимый в особых лабораторных условиях, определяющий наличие патогенных бактерий, их количество и восприимчивость к лечению антибактериальными препаратами.

Анализ мочи проводится в условиях абсолютной стерильности по следующему алгоритму:

  • центрифугирование мочи с целью выделения микроскопического осадка;
  • культивирование бактерий в питательной среде и их выращивание при температурном режиме, схожем с человеческим (36-37 градусов);
  • перенос полученных штаммов на предметное стекло и их окрашивание;
  • исследование морфологии полученных культур и их идентификация;
  • определение чувствительности к антибиотикам (антибиотикограмма).

Срок готовности результата – 7-10 дней.

Однозначным показанием к проведению бактериологического посева мочи являются:

  • симптомы бактериурии: боль и резь при мочеиспускании, наличие в моче осадка или примеси крови и гноя, нарушение частоты мочеиспускания;
  • лихорадка в сочетании с болями в поясничной области;
  • повышенная температура при продолжительном применении урологического катетера, или подозрение на инфицирование при проведении врачебных урологических манипуляций;
  • подозрение на туберкулез почек;
  • оценка эффективности проведенного лечения

Планово анализ мочи на бак посев назначается:

  • беременным женщинам при постановке на учет и при сроке 36 недель;
  • больным сахарным диабетом;
  • ВИЧ-инфицированным;
  • перед запланированной хирургической операцией на почках или мочевом пузыре;
  • по истечении 2 месяцев после трансплантации почек.

Если анализ мочи на посев выполняется не с целью оценки результатов уже проведенного курса лечения, его целесообразно проводить до начала приема антибиотиков. В случае острого воспалительного процесса длительность исследования является его существенным минусом.

Главное правило сбора мочи на бак посев – обеспечение максимальной стерильности. Для этого необходимо:

  1. Приобрести в аптеке специальный стерильный контейнер. Вскрывать его можно только непосредственно перед процедурой сбора мочи.
  2. Утром осуществить тщательную гигиеническую обработку половых органов. Женщинам — дополнительно воспользоваться тампоном.
  3. Помочиться в течение пары секунд в унитаз, затем поднести емкость и собрать среднюю порцию мочи, заполнив баночку примерно наполовину. Завершить процесс мочеиспускания в унитаз.

Доставить контейнер в лабораторию следует в течение 2 часов после сбора мочи. В исключительных случаях возможно хранение материала для анализа в холодильнике не более 6 часов.

По мере готовности анализа лаборатория дает качественную и количественную оценку результата. Качественная оценка отражает факт наличия патогенных бактерий, а количественная – их концентрацию в 1 мл мочи.

Наименование обнаруженных микроорганизмов указывается, как правило, на латинском языке, например Klebsiella pneumonia.

Концентрация бактерий рассчитывается в единицах КОЕ/мл (расшифровывается как колониеобразующая единица, то есть клетка, дающая развитие новой колонии микроорганизмов).

Существует несколько степеней роста бактерий. 1, 2 и 3 степени (до 1000 КОЕ/мл) считаются клинически незначимыми. Это связно с тем, что моча не является стерильной жидкостью, и в норме содержит незначительное количество условно-патогенных микробов.

4 степень (обозначается как 1*104 или 10 000 КОЕ/мл) и выше обозначает обильный рост патогенной микрофлоры и требует лечения. В этом случае в заключение исследования указывается чувствительность возбудителя к антимикробным препаратам.

Но следует помнить, что оценивает результат анализа и назначает лечение всегда только врач.

Туберкулез почек – это внелегочная форма туберкулеза, при которой возбудители заболевания заносятся в почки с током крови. При несвоевременном выявлении процесс прогрессирует и распространяется на почечные лоханки, мочеточники и мочевой пузырь.

Возбудителем заболевания являются микобактерии, так называемые бациллы Коха (Kochs bacillus). Поэтому урологический бак посев, направленный на диагностику нефротуберкулеза, также называют анализ мочи на ВК.

Туберкулез почек – одна из наиболее часто встречающихся внелегочных форм заболевания. Его главная опасность заключается в практически бессимптомной или вялотекущей начальной форме. Поэтому при подозрении на туберкулез легких важно не только провести исследование крови и мокроты на микобактерии, но и сделать анализ мочи на бакпосев.

Диагностируя почечный туберкулез, проводят два вида исследования мочи на бак посев: бактериоскопического и бактериологического.

Сущность метода построена на том, что микобактерии устойчивы к кислоте, а потому плохо поддаются окрашиванию специальными реактивами.

Исследование проводится следующим способом:

  • начальная часть – по стандартному алгоритму (центрифугирование, выделение осадка, культивирование и выращивание бактерий, нанесение мазка на предметное стекло);
  • нанесение карболового фуксина Циля для улучшения проникновения окрашивающего реактива через мембрану клеток;
  • обесцвечивание материала слабым раствором серной или соляной кислоты;
  • окрашивание метиленовым синим.

В результате все неустойчивые к кислотам структуры и клетки окрасятся в синий цвет, а микобактерии – в красный.

Для повышения диагностической ценности проводится исследование материала, сданного на анализ в течение трех дней.

Метод основан на культивировании осадка в различных питательных средах. Чаще всего используют кровяной агар и картофельную среду, в которых микобактерии активно размножаются.

Продолжительность выращивания материала в кровяной среде составляет от месяца до полутора, тогда как результат культивирования в картофельной будет готов через 7-10 дней.

Но следует понимать, что описанные выше методы имеют точность около 80%. Поэтому при подозрении на туберкулез следует пройти полное обследование, которое назначит врач-фтизиатр.

Дала ли вам эта статья всю необходимую информацию о данном виде медицинского исследования? Задавайте вопросы, делитесь своим опытом в комментариях.

Если статья оказалась вам полезной, поделитесь ей с друзьями в соц.сетях.

источник

Туберкулезом заражаются независимо от социального статуса, возраста и места проживания. Помимо стандартных методов, таких как туберкулинодиагностика и ФЛГ, для выявления инфекции фтизиатры могут назначить анализ мочи на туберкулез.

Инфицирование почек занимает второе место по распространенности после легочной формы заболевания. Преимущественно развивается у людей с запущенным поражением легких или костей в результате проникновения инфекции с кровью. Предрасполагает к оседанию бактерий в тканях мочеполового тракта нарушение уродинамики или местного кровообращения.

В норме через здоровые клубочки палочки Коха не проникают. Нахождение этих бактерий в моче становится достоверным признаком туберкулеза, что отличает его от других инфекций, для которых допустимы нижние границы присутствия.

Требования, которые выполняют перед тем, как сдавать ОАМ (общий анализ мочи):

  • используют полученную сразу после пробуждения среднюю порцию мочи;
  • материал собирают в чистую емкость в количестве 50-100 мл;
  • перед сдачей моют наружные половые органы без использования моющих средств;
  • полученный материал доставляют в лабораторию не позднее 10-11 часов утра (менее 2 часов после сдачи анализа).

Сбор мочи на бактериоскопию и посев проводят по тем же правилам, но более жесткие требования предъявляют к контейнерам для мочи. Они должны быть строго стерильны, поэтому не рекомендуют трогать их внутреннюю поверхность и края, а после наполнения сразу закрывать крышку. До доставки в лабораторию собранный материал хранят в холодильнике.

Перед любым анализом мочи рекомендуют в течение 1-2 дней ограничить употребление в пищу красящих продуктов: моркови, свеклы, черники.

Могут изменить показатели мочи и ее цвет: противотуберкулезные (рифампицин), мочегонные, противовирусные препараты, ацетилсалициловая кислота, витаминно-минеральные комплексы и пр.

Женщинам сдавать анализ необходимо в период отсутствия менструальных кровотечений.

У туберкулезного поражения почек отсутствуют специфические симптомы, поэтому пациенты длительно, но без стойкого эффекта будут проходить лечение с различными урологическими или гинекологическими диагнозами:

  • циститом;
  • простатитом;
  • пиелитом;
  • пиелонефритом;
  • сальпингоофоритом;
  • мочекаменной болезнью.

Если же у человека уже диагностирована легочная инфекция, то при наличии симптомов поражения мочеполовой системы обязательно проводят анализ мочи на туберкулез почек трижды. Признаки заболевания, указывающие на инфицирование палочкой Коха, включают следующие жалобы:

  • боль в пояснице;
  • дизурия;
  • выделение крови или гноя с мочой.

Исследование мочи при туберкулезе легких преимущественно не определяет каких-либо изменений, а при вовлечении в процесс тканей мочеполовой системы в лаборатории находят отклонения в показателях, которые позволяют заподозрить диагноз туберкулеза:

  • pH меньше 4,0;
  • увеличение количества лейкоцитов и эритроцитов;
  • гвоздевидные лейкоциты в моче;
  • положительная реакция на белок;
  • гной в моче, особенно без бактериовыделения.

По анализу крови также выявляют неспецифичные изменения: анемию, лейкоцитоз. При этих изменениях может понадобиться дополнительное обследование пациента. У мужчин подозрением на туберкулез считают рецидивирующие симптомы поражения простаты, когда затруднено мочеиспускание, железа увеличена или сморщена, длительно выделяется гной или кровь со спермой.

Выявление туберкулеза не исключает его одновременное развитие на фоне других патологий органов мочевыделения.

При подозрении на инфицирование почек микобактерией специалист назначит комплекс исследований, включая общие анализы крови и мочи, пробу Манту ребенку, рентгенодиагностику, УЗИ, КТ, МРТ. Но безусловным подтверждением наличия инфекции будет положительный анализ мочи на микобактерии туберкулеза.

Для обнаружения возбудителя или его антигенного материала используют следующие способы:

  1. Микроскопию по Цилю-Нильсену. После обесцвечивания материала серной кислотой наносят краску метиленовую синь. Микобактерии туберкулеза при окраске приобретают малиновый цвет и выделяются на фоне синих клеток. Это обусловлено устойчивостью палочек Коха к действию кислот. Чтобы повысить точность определения, рекомендуют забор мочи катетером.
  2. Люминесцентная микроскопия — при окраске ауромином палочки Коха светятся оранжево-желтым цветом. Чувствительность выше, чем при окраске по Цилю-Нильсену.
  3. Бактериологическое исследование — посев мочи на питательную среду (часто используют кровяную или картофельную). Оказавшись в благоприятных условиях палочки начинают размножаться. Но это длительный процесс и может занимать от 20 дней до 3 месяцев. Можно определить резистентность к противотуберкулезным средствам.
  4. Биологическая проба — основана на выявлении микобактерий в тканях морской свинки после подкожного введения ей исследуемой мочи. Это исследование требует времени: свинку усыпляют и препарируют примерно через месяц, если она не умерла ранее. Либо для более ранней диагностики животному проводят туберкулиновую пробу.
  5. Полимеразная цепная реакция — с помощью чувствительных систем выявляются в моче специфичные участки ДНК палочки Коха.

В некоторых случаях проводят провокационную пробу с подкожным введением туберкулина в дозе 20-100 ТЕ или облучением кожи инфракрасным лазером. В первом случае повторные анализы мочи проводят через 24 и 48 часов и сравнивают с первоначальным, во втором — через 10 дней. Положительным считают результат, характеризующийся увеличением количества эритроцитов и лейкоцитов в моче, выделением микобактерий.

При туберкулезном поражении почек изменение общего анализа мочи встречается не более чем у 60% пациентов. Выявление микобактерий при бактериоскопии подтверждает диагноз, но специфичность этого метода не превышает 80% (чувствительность при окраске по Цилю-Нильсену — более 100000 микробных тел в 1 мл, а при люминесцентном исследовании — более 10000 в 1 мл).

Более чувствительный посев на среды, но чересчур длительный. Выигрывает перед ними ПЦР на туберкулез:

  • результат получают за 4-5 часов;
  • высокая чувствительность;
  • определяет ДНК микобактерий в моче даже при легочном туберкулезе и отсутствии специфического процесса в почках;
  • возможность определения чувствительности к лекарственным препаратам.

Могут назначить это исследование вместо Манту у детей, если подозревается внелегочной туберкулез, есть аллергия на туберкулин или организм ребенка не вырабатывает антитела на возбудителя при его наличии в организме. Но есть небольшой процент как ложноотрицательных, так и ложноположительных результатов.

Вероятность неверного отрицательного результата возрастает у пациентов, которые длительно лечили заболевания урогенитального тракта антибиотиками. Такие препараты, как фторхинолоны и аминогликозиды, подавляют рост палочек Коха, но не убивают их до конца. Даже если один метод показал отрицательный результат, диагноз туберкулеза остается вероятным, поэтому врачи используют для верификации совокупность анализов и инструментальных исследований.

источник

Одним из эффективных методов диагностики является анализ мочи на туберкулез. Для выявления болезни предложено несколько современных методик исследования, которые позволяют обнаружить специфические признаки заболевания. Своевременная диагностика туберкулеза очень важна, так как на ранних стадиях устранить заболевание значительно легче, чем при длительном течении.

Исследование на туберкулез почек необходимо для выявления признаков Mycobacterium tuberculosis (палочки Коха) в моче. Этот микроорганизм является возбудителем заболевания. При активном туберкулезе микобактерии присутствуют в биологических жидкостях больного (крови, мокроте, моче). Их обнаружение позволяет установить диагноз и своевременно начать лечение.

Анализ мочи на туберкулез назначается, если у пациента имеются заболевания выделительной и половой системы, которые не купируются привычным лечением. К таким патологиям относятся:

Длительно протекающие, хронические формы болезни, плохо поддающиеся лечению, — это повод заподозрить микобактериальную этиологию воспалительного процесса (туберкулез почек). Важно понимать, что возбудители не обязательно повреждают только легкие. Возможно развитие атипичных форм, в том числе и с поражением мочевыделительной системы. С током крови возбудители могут распространяться из других органов и поражать почки. Для выявления таких форм заболевания необходим анализ мочи на туберкулез.

Чтобы получить достоверный результат исследования, необходимо тщательно подготовиться к забору анализа. За несколько дней до процедуры необходимо:

1. Тщательно соблюдать правила личной гигиены;

2. По возможности отказаться от использования лекарственных средств, влияющих на работу почек (стимуляторов мочеотделения, противовоспалительных средств, антибиотиков);

3. Контролировать водный режим – пить достаточно воды (в среднем 2 литра в сутки), однако не допускать избыточного потребления жидкости, так как это может спровоцировать изменении в анализах;

4. Не есть продукты, которые могут окрасить мочу в непривычный цвет (морковь, ягоды, свеклу).

Женщинам не рекомендуется проводить анализ в период месячных, так как обнаружение менструальной крови в моче может быть расценено как признак патологии почек.

Непосредственно перед сбором материала, в утреннее время, нужно тщательно вымыть наружные половые органы. Это необходимо для того, чтобы в анализ не попала та флора, которая находится на коже пациента. При обработке не рекомендуется использовать сильные антисептические средства, так как их остатки останутся на коже даже после тщательного промывания. Воздействие антисептика может уничтожить некоторые бактерии, что смажет результат исследования.

Моча при туберкулезе собирается в утреннее время. Желательно использовать специальные аптечные контейнеры, которые точно не содержат сторонней микрофлоры. Приспособленные для анализов баночки невозможно достаточно эффективно обработать в домашних условиях, поэтому при использовании таких емкостей всегда присутствует риск получить ложноположительный результат.

После сбора мочи на микобактерии туберкулеза необходимо срочно доставить его в лабораторию. До этого анализ необходимо держать в прохладном месте для того, чтобы в образце не размножались бактерии.

Для проведения анализа мочи на микобактерии используются три методики диагностики заболевания:

  • Бактериоскопический методика;
  • Бактериологический методика;
  • Биологическая методика.

Каждый из способов диагностики болезни имеет свои преимущества и недостатки. В большинстве случаев используется комбинация нескольких методов для точного подтверждения диагноза туберкулеза.

Бактериоскопический анализ мочи на палочки Коха предполагает исследование образца под микроскопом с целью обнаружения микобактерий. На предметное стекло помещается биологический материал, после чего на него наносится несколько реактивов, которые окрашивают микобактерии в определенный цвет, что позволяет возбудителя болезни отличить их от другой микрофлоры.

Наиболее часто проводится окраска микропрепарата по Цилю-Нильсену, так как такая методика хорошо визуализирует именно палочки Коха — возбудителей туберкулеза. Она предполагает последнее использование серной кислоты и метиленовой сини. После окраски цитоплазма бактерии будет иметь малиновый цвет. Остальная флора окрашивается в малиновый или красный. Микобактерии необходимо особо тщательно отличать от палочек смегмы. Эти микробы иногда высеваются в моче здорового человека. Они не являются патогенными бактериями, их наличие не приводит к развитию воспалительного процесса. Если лаборант примет палочки смегмы за микобактерии туберкулеза, то получится недостоверный ложноположительный результат исследования.

К преимуществам использования бактериоскопического метода диагностики болезни относятся:

  1. Простота исследования (не требует использования специализированного оборудования и питательных сред);
  2. Дешевизна методики;
  3. Возможность быстро получить результат.

Недостатком бактериоскопической диагностики является недостаточная информативность. Микобактерии туберкулеза в моче могут присутствовать в небольших количествах, которые не обнаружатся при исследовании. Кроме того, в анализе мочи присутствует много лишних примесей, которые затрудняют микроскопическое исследование. Из-за посторонних объектов в поле зрения можно получить неправильный результат анализа.

Для повышения информативности исследования используется методика флотации. Для этого моча отстаивается в течение 24 часов, после чего она разделяется на две порции. Верхний слой сливается, а нижний слой, содержащий осадок и бактерии, обрабатывается с помощью специальных аппаратов. Такая обработка способствует «сгущению» патологических примесей, отделению осадка от жидкости. В полученном концентрате количество бактерий на единицу объема выше, чем в исходном образце, поэтому обнаружить возбудителей туберкулеза мочеполовой системы значительно проще.

Из-за своих недостатков бактериоскопия считается предварительным скрининговым методом, позволяющим провести начальное обследование пациента. Результат исследования затем будет дополнен более информативными способами обнаружения заболевания.

Отсутствие микобактерий при микроскопии не является подтверждением того, что у пациента нет туберкулеза.

В этом случае необходимо провести бактериологический анализ, который является золотым стандартом диагностики заболевания.
Бактериологическая методика предполагает культивирование бактерии биологического материала на питательной среде. Моча сеется на кровяную или картофельную среду и помещается в специальный аппарат – термостат. Там образец культивируется несколько суток, после чего лаборант оценивает рост микроорганизмов в нем. Если на среде есть колонии, характерные для бактерии туберкулеза, то из них берется образец и повторно пересевается на другую чистую среду. Манипуляция необходима для получения чистой колонии без побочных микроорганизмов других видов.

Образец повторно культивируется в термостате. Выросшие колонии оцениваются по следующим критериям:

Читайте также:  16000 лейкоцитов в анализе мочи

• Морфологические критерии (внешний вид палочки Коха под микроскопом);

• Культуральные свойства (характерный цвет колоний, оценка форм, размеров и т.д.);

• Биохимические свойства (реакция микроорганизма на те или иные питательные вещества);

• Серологические свойства (взаимодействие с образцами антител, специфичных к возбудителю туберкулеза).

На основании перечисленных показателей определяется вид микроорганизма, который является возбудителем болезни.

Бактериологический анализ имеет ряд важных преимуществ:

• Высокая информативность методики;

• Отсутствие побочных микроорганизмов в итоговом образце;

• Меньшая вероятность ошибки при исследовании.

Дополнительным плюсом способа является возможность проведения теста на чувствительность к антибиотикам. Для этого на высеянные колонии помещаются образцы нескольких антибактериальных средств. Те препараты, к которым чувствителен микроорганизм, будут сдерживать рост колоний. Методика очень важна в практической медицине, так как она позволяет назначить пациенту лечение заболевания мочеполовой системы, которое будет эффективным.

Недостатком использования бактериологической диагностики является длительный срок проведения исследования.

Во время диагностики необходимо дважды культивировать микроорганизмы в термостате, поэтому результат диагностики можно получить как минимум через 3-4 дня. В большинстве случаев срок ожидания увеличивается до недели.

Таким образом, бактериоскопия и бактериологическое исследование хорошо дополняют друг друга. Бактериоскопическая диагностика позволяет быстро исследовать состав микрофлоры мочи, она используется для срочного обследования пациента. На этом этапе пациенту назначаются антибиотики широкого спектра, которые воздействуют не только на микобактерии, но и на других возможных возбудителей.
Посев мочи при туберкулезе проводится дольше, но обладает большей информативностью. Его результат подтверждает или опровергает бактериоскопические данные. На основании теста антибиотикочувствительности корректируется используемое лечение, при необходимости назначаются более узкоспециализированные средства, активно уничтожающие микобактерии туберкулеза.

Биологическая диагностика – это дополнительный метод исследования, который используется в тяжелых диагностических случаях. Если с помощью бактериологического исследования выявить возбудителя не удается, то проводится заражение лабораторного животного биологическим материалом пациента. Наибольшей чувствительностью к микобактериям туберкулеза обладают морские свинки, реже используются крысы или мыши.

Через некоторое время после заражения животное вскрывают, из его крови и тканей готовят препараты и исследуют их на содержание возбудителей туберкулеза. Чтобы получить результат на ранних этапах, можно использовать проба Манту или Диаскинтест.
Биологическая методика является наиболее точным исследованием. Вероятность выявления микобактерий при его проведении составляет 100%. Недостатком исследования является длительный срок культивации и сложность методики (необходимость использования лабораторных животных). Биологическая диагностика применяется при длительном течении заболевания и отсутствии эффекта от лечения.

Таким образом, исследование мочи позволяет обнаружить туберкулез почек и других органов мочеполовой системы. Обнаружение микобактерий позволяет подтвердить наличие заболевания и своевременно назначить лечение.

Туберкулез – это опасная патология, о которой должен знать каждый. Проходили ли вы исследование мочи на туберкулез? Оставляйте свое мнение о анализе и делитесь личным опытом в комментариях.

источник

Весь контент iLive проверяется медицинскими экспертами, чтобы обеспечить максимально возможную точность и соответствие фактам.

У нас есть строгие правила по выбору источников информации и мы ссылаемся только на авторитетные сайты, академические исследовательские институты и, по возможности, доказанные медицинские исследования. Обратите внимание, что цифры в скобках ([1], [2] и т. д.) являются интерактивными ссылками на такие исследования.

Если вы считаете, что какой-либо из наших материалов является неточным, устаревшим или иным образом сомнительным, выберите его и нажмите Ctrl + Enter.

Туберкулез — заболевание, которое в современных условиях и достижениях науки легко диагностировать. Лабораторная диагностика туберкулеза занимает центральное место среди других методов диагностики, уступая лишь рентгенологическим методам исследования.

[1], [2], [3], [4], [5], [6], [7], [8]

У больных туберкулёзом изменения в общем анализе крови не патогномоничны. При ограниченных и малоактивных формах туберкулёза характерна гипохромия эритроцитов при нормальном их количестве. При массивных инфильтратах или казеозной пневмонии, при распространённом казеозном лимфадените, специфическом поражении кишечника, а также при больших лёгочных или послеоперационных кровотечениях отмечают эритропению и микроцитоз, олигохромазию, полихромазию. Макроцитоз, а тем более пойкилоцитоз встречают значительно реже, обычно при выраженной анемии. Количество ретикулоцитов при компенсированной стадии туберкулёза колеблется от 0.1 до 0.6%, при субкомпенсированной — от 0,6 до 1,0%, а для декомпенсированной характерен 1% ретикулоцитов.

При туберкулёзе в части случаев может отмечаться умеренный лейкоцитоз (до 15 тыс. лейкоцитов), реже лейкопения, которую встречают в 2-7% случаев у больных с ограниченными и легко протекающими формами процесса и у 12,5% — при деструктивном и прогрессирующем туберкулёзе лёгких.

Наиболее часто сдвиги возникают в лейкоцитарной формуле. Отмечают как относительный, так и абсолютный нейтрофилёз, умеренный сдвиг лейкоцитарной формулы влево до промиелоцитов. Миелоциты очень редко встречают в случае неосложнённого туберкулёза. Повышение числа нейтрофилов с патологической зернистостью в гемограмме больного туберкулёзом всегда указывает на длительность процесса: у больных с тяжёлым туберкулёзом почти все нейтрофилы содержат патологическую зернистость. При затихании туберкулёзной вспышки ядерный сдвиг сравнительно быстро приходит к норме. Патологическая зернистость нейтрофилов обычно сохраняется дольше других изменений гемограммы.

Содержание эозинофилов в периферической крови колеблется также в зависимости от фазы процесса и аллергического состояния организма. Их количество уменьшается вплоть до анэозинофилии при тяжёлых и затянувшихся вспышках болезни и, наоборот, увеличивается при рассасывании инфильтратов и плеврального выпота, а также при ранних формах первичного туберкулёза.

Большинство форм первичного туберкулёза сопровождается лимфопенией, которую иногда наблюдают в течение ряда лег даже после рубцевания специфических изменений. Вторичный туберкулёз в фазе обострения в зависимости от тяжести процесса может сопровождаться или нормальным числом лимфоцитов, или лимфопенией.

Среди тестов для оценки туберкулёзного процесса особое место занимает определение скорости оседания эритроцитов (СОЭ), имеющее значение при оценке течения туберкулёзного процесса и выявления его активных форм. Увеличение СОЭ указывает на наличие патологического процесса (инфекционно-воспалительного, гнойного, септического, гемобластоза, лимфогранулематоза и др.) и служит показателем его тяжести, однако нормальные показатели СОЭ не всегда свидетельствуют об отсутствии патологии. Ускорению оседания эритроцитов способствуют увеличение содержания в крови глобулинов, фибриногена, холестерина и уменьшение вязкости крови. Замедление оседания эритроцитов характерно для состояний, сопровождающихся гемоконцентрацией, увеличением содержания альбуминов и желчных кислот.

Гемограмма у больных туберкулёзом изменяется в процессе лечения. Гематологические сдвиги исчезают тем быстрее, чем успешнее терапевтическое вмешательство. Вместе с тем следует иметь в виду воздействие на гемопоэз различных антибактериальных препаратов. Они нередко вызывают эозинофилию, в отдельных случаях — лейкоцитоз, а чаще лейкопению вплоть до агранулоцитоза и лимфоидно-ретикулярной реакции. Систематический гематологический контроль и правильный анализ полученных данных имеют существенное значение для оценки клинического состояния больного, динамики процесса и эффективности применяемого лечения.

[9], [10], [11], [12], [13], [14], [15], [16]

При туберкулёзе мочевой системы исследование мочи является основным лабораторным методом диагностики. Можно наблюдать лейкоцитурию, эритроцитурию, протеинурию, гипоизостенурию, туберкулёзную микобактериурию, неспецифическую бактериурию.

Лейкоцитурия — самый частый симптом туберкулёза мочевой системы до проведения специфической химиотерапии и отсутствует лишь в исключительных случаях, например при полной облитерации просвета мочеточника. Проба Нечипоренко (определение числа лейкоцитов в 1 мл мочи) помогает более объективно оценить степень лейкоцитурии при нефротуберкулёзе, а в ряде случаев и выявить её при нормальном общем анализе мочи. Однако надо учитывать, что лейкоцитоурия может быть при острых и хронических пиелонефритах, цистите, уретритах, камнях в почках и мочеточниках.

Эритроцитурию. как и лейкоцитурию. считают одним из наиболее частых лабораторных признаков туберкулёза мочеполовой системы. Частота гематурии зависит от распространённости процесса, она нарастает по мере развития деструктивного туберкулёзного процесса в почке. Эритроцитурия без лейкоцитурии более характерна для ранних стадий туберкулёза почек. Гематурия, преобладающая над лейкоцитурией, — важный довод в пользу туберкулёза почек при его дифференциации с неспецифическим пиелонефритом.

[17], [18], [19], [20], [21], [22], [23], [24], [25], [26], [27]

При туберкулёзе изменения в некоторых биохимических показателях зависят прежде всего от фазы процесса, осложнений и различных сопутствующих заболеваний. У больных с неактивным туберкулёзом лёгких и других органов общий белок и белковые фракции сыворотки крови не изменены и определяют их нормальное содержание.

При острых формах заболевания, а также при обострении и прогрессировании хронических форм туберкулёза уменьшается альбумин-глобулиновый коэффициент.

Существенное значение в оценке функционального состояния и органических повреждений печени при туберкулёзе и его осложнениях имеет определение в сыворотке крови прямого и общего билирубина, аспартатаминотрансферазы (ACT), аланинаминотрансферазы (АЛТ). Динамическое определение уровня аминотрансфераз. билирубина при лечении больных туберкулёзом, особенно при тяжёлых его формах, — обязательный компонент биохимического обследования больных туберкулёзом и проводится ежемесячно.

Оценка функционального состояния почек включает в себя определение креатинина сыворотки крови и расчёт скорости клубочковой фильтрации по формуле Кокрофта-Голта. Расчёт скорости клубочковой фильтрации с использованием пробы Реберга даёт менее точные результаты.

Основная цель динамических биохимических исследований больных туберкулёзом — контроль за течением процесса, своевременное выявление побочного действия лекарств и адекватная коррекция возникающих нарушений гомеостаза.

[28], [29], [30]

Наиболее информативным показателем считают содержание туберкулостеариновой кислоты в биологических жидкостях, однако её определение сопряжено с техническими трудностями (необходимость использования газовой хроматографии и масс-спектрометрии).

Перспективно измерение активности аденозиндезаминазы — фермента, определяемого в жидкостях: синовиальной, перикардиальной, асцитической или спинномозговой. Основные продуценты аденозиндезаминазы — лимфоциты и моноциты. Определение активности аденозиндезаминазы в биологических жидкостях облегчает диагностику туберкулёзного синовита, туберкулёза лимфатических узлов, туберкулёзного менингита, туберкулёзного серозита.

Некоторые биохимические показатели ввиду их неспецифичности определяются лишь в биологических жидкостях, приближенных к очагу поражения. Измеряют уровень показателей в ответ на подкожное или внутрикожное введение туберкулина (обычно до введения и через 48 и 72 ч после него). После этого рассчитывается степень прироста уровня маркёра (в %) по отношению к исходному уровню.

Оптимально определение в моче активности органоспецифического фермента трансамидиназы, появление которого отмечают при поражении почек различной природы. Исследование трансамидиназы оправдано только в условиях подкожного введения туберкулина с целью обострения местного воспалительного процесса. Определяют активность трансамидиназы в моче исходно и через 24-72 ч после введения 50 ТЕ туберкулина. Увеличение ферментурии в 2 раза и более позволяет в 82% случаев дифференцировать активный туберкулёз почек от обострения хронического пиелонефрита.

При туберкулёзе женских половых органов определяют концентрации гаптоглобина и малонового диальдегида в крови в условиях провокационного туберкулинового теста. Подкожно вводят туберкулин в дозе 50 ТЕ и через 72 ч выполняют повторное биохимическое исследование. В случае туберкулёзной этиологии степень прироста уровня гаптоглобина составляет не менее 28%, а уровня малонового диальдеги-да — 39% и более. Также используют определение активности аденозиндезаминазы в перитонеальной жидкости, получаемой из дугласова пространства. Пунктат исследуют повторно через 72 ч после внутрикожного введение туберкулина в дозах 0.1 ТЕ и 0.01 ТЕ в область проекции внутренних половых органов на переднюю брюшную стенку. В пользу туберкулёзного процесса свидетельствует увеличение активности аденозиндезаминазы на 10% и более по сравнению с исходной.

При поражении глаз исследуют очаговую реакцию, возникающую в глазу в ответ на антигенную стимуляцию. При этом нежелательно развитие резко выраженного ответа, сопровождающегося снижением зрительных функций. Поскольку оценка минимальных очаговых реакций нередко затруднена, для объективизации заключения рекомендуют ориентироваться параллельно и на степень прироста в сыворотке крови гаптоглобина или аденозиндезаминазы.

Все биохимические исследования должны проводиться в комплексе с другими методами.

[31], [32], [33], [34], [35], [36], [37]

Актуальность исследования состояния системы свёртывания крови во фтизиатрии обусловлена наличием у ряда больных туберкулёзом лёгких кровохарканий или лёгочных кровотечений, а также гемокоагуляционными осложнениями при хирургическом лечении туберкулёза. Кроме того, закономерно сопутствующая туберкулёзу латентно протекающая внутрисосудистая гемокоагуляция оказывает влияние на течение заболевания и эффективность химиотерапии.

У больных туберкулёзом лёгких с преобладанием экссудативного компонента воспаления наблюдают снижение антикоагулянтной активности крови. У больных с малой распространённостью специфического поражения в лёгких с преобладанием продуктивного компонента воспаления внутрисосудистая гемокоагуляция выражена незначительно. У больных туберкулёзом лёгких с кровохарканьями и лёгочными кровотечениями состояние системы свёртывания крови различно: у больных с малой кровопотерей на высоте гемоптоэ или непосредственно после его прекращения наблюдают резкое повышение свёртывающей способности крови за счёт выраженной интенсификации процессов тромбинообразования при сохранении повышенной «структурной» свёртываемости. У больных с массивной кровопотерей наблюдают понижение свёртывающего потенциала за счёт понижения концентрации фибриногена. активности фактора XIII, количества тромбоцитов. На этапе хирургического лечения у больных с ограниченными формами туберкулёза лёгких существенных нарушений с системе гомеостаза не происходит. У больных с распространёнными процессами при выполнении им пневмон- или плевропневмонэктомии часто развивается ДВС-синдром, который может приобретать формы «второй болезни».

Для контроля за состоянием свёртывающей системы крови у больных туберкулёзом лёгких необходимо проводить определение активированного частичного тромбопластинового времени (АЧТВ), фибриногена, тромбинового времени, протромбинового индекса, а также времени кровотечения и времени свёртывания крови.

[38], [39], [40], [41], [42], [43]

Современные экспериментальные и клинические наблюдения свидетельствуют о наличии изменений гормонального статуса при специфическом туберкулёзном воспалении лёгких. Доказано, что коррекция дисфункции гипофизарно-надпочечниковой, гипофизарно-тиреоидной систем и функции поджелудочной железы в совокупности с противотуберкулёзной терапией способствуют активации процессов фиброгенеза и репарации в очаге специфического воспаления.

О функциональном состоянии гипофизарно-тиреоидной системы судят по содержанию в сыворотке крови трийодтиронина (Т3), тироксина (T4), тиреотропного гормона гипофиза (ТТГ). Установлено, что субклинический гипотиреоз выявляют у 38-45% больных туберкулёзом лёгких, и наиболее часто его диагностируют при диссеминированной и фиброзно-кавернозной формах процесса. При этих же формах наиболее резко снижены уровни как Т3,так и Т4, и наступает дисбаланс этих гормонов в виде повышения соотношения Т4з.

Функцию коры надпочечников оценивают по уровню кортизола в сыворотке крови, а инкреторную функцию поджелудочной железы — по концентрации иммуно-реактивного инсулина. В острую фазу инфекционного заболевания возрастает потребность в эндогенном кортизоле и инсулине. Гиперинсулинемия свидетельствует также об инсулинрезистентности тканей организма, что характерно для любого активного воспалительного процесса, в частности специфического. Определение глюкокортико-идной функции надпочечников при активном туберкулёзе лёгких позволяет выявить наличие гиперкортицизма у большинства больных. Нормальные показатели концентрации кортизола крови у пациента с инфекционным воспалением в острый период следует расценивать как относительную недостаточность глюкокортикоидной функции коры надпочечников, что может послужить основанием к проведению заместительной терапии адекватными дозами глюкокортикоидов.

Почти у трети больных туберкулёзом лёгких можно установить, что уровень инсу-линемии у них достаточно низок и приближается к нижней границе нормы, в то время как у 13-20% наблюдают значительный гиперинсулинизм. Как относительный гипо- так и гиперинсулинизм являются высокими факторами риска к развитию нарушений углеводного обмена различной степени выраженности. Эти изменения в функциональной активности В-клеток поджелудочной железы требуют регулярного контроля гликемии у больных туберкулёзом и своевременной профилактики сахарного диабета. К тому же. это служит дополнительным обоснованием целесообразности применения физиологических доз инсулина в комплексной терапии туберкулёза.

В целом снижение уровней тиреоидных гормонов, их дисбаланс, гиперкортизолемия и гиперинсулинизм наибольшей степени достигают у больных с тяжёлым течением туберкулёзного процесса, с обширными поражениями лёгких и выраженными симптомами туберкулёзной интоксикации.

Микробиологические исследования необходимы при выявлении больных туберкулёзом, верификации диагноза, контроле и коррекции химиотерапии, оценке исходов лечения, другими словами, с момента регистрации больного туберкулёзом до снятия его с учёта.

Все эпидемиологические программы и проекты основаны на оценке количества бактериовыделителей, что невозможно сделать без использования лабораторных методик выявления микобактерий туберкулёза. При обследовании по обращаемости так называемого неорганизованного населения процент бактериовыделителей достигает 70 и более, что делает лабораторные методы достаточно эффективным средством выявления больных туберкулёзом среди данной группы населения.

Традиционные микробиологические методы диагностики туберкулёза — бактериоскопическое и культуральное исследования. Современными методами считают культивирование микобактерий туберкулёза в автоматизированных системах, постановку ПЦР. Однако все эти методы обязательно сочетают с классическими бактериологическими методами.

Эффективность лабораторных исследований в значительной степени зависит от качества диагностического материала. Соблюдение правил сбора, хранения и транспортировки диагностического материала и точное выполнение алгоритма обследования больных непосредственно влияет на результат и обеспечивает биологическую безопасность.

Для исследования на туберкулёз используют разнообразный материал. В связи с тем что туберкулёз лёгких- самая распространённая форма туберкулёзного поражения, основным материалом для исследования считают мокроту и другие виды отделяемого трахеобронхиального дерева: отделяемое верхних дыхательных путей, полученное после аэрозоль-ингаляций: промывные воды бронхов; бронхоальвеолярные смывы; материал, получаемый при бронхоскопии, транстрахеальной и внутрилёгочной биопсии: аспират из бронхов, ларингеальные мазки, экссудаты, мазки из ран и др.

Эффективность исследований возрастает, если проводят контролируемый сбор материала от больного. Для этого выделяют специально оборудованную комнату или закупают специальные кабины. Сбор материала — опасная процедура, поэтому собирать материал для исследования нужно, соблюдая правила инфекционной безопасности.

Материал для исследования на микобактерии туберкулёза собирают в стерильные флаконы с плотно завинчивающимися крышками, чтобы предотвратить заражение окружающей среды и предохранить собранный материал от загрязнения.

Флаконы для сбора диагностического материала должны отвечать следующим требованиям:

  • должны быть изготовлены из ударостойкого материала;
  • должны легко расплавляться при автоклавировании;
  • быть достаточного объёма (40-50 мл):
  • иметь широкое отверстие для сбора мокроты (диаметр не менее 30 мм);
  • быть удобными в обращении, прозрачными или полупрозрачными, чтобы можно было оценить количество и качество собранной пробы, не открывая крышку.

Для получения оптимальных результатов исследования необходимо соблюдать следующие условия:

  • сбор материала проводить до начала химиотерапии;
  • материал для исследования необходимо собирать до утреннего приёма пиши и лекарственных препаратов;
  • для исследования желательно собрать не менее 3 проб утренней мокроты. Собирают мокроту в течение 3 дней подряд;
  • собранный материал необходимо как можно быстрее доставить в лабораторию:
  • в случае, когда доставить материал в лабораторию немедленно невозможно, его сохраняют в холодильнике при температуре воздуха 4 °С не более 48 ч;
  • при перевозке материала необходимо особенно тщательно следить за целостностью флаконов.

Правильно собранная мокрота имеет слизистый или слизисто-гнойный характер. Оптимальный объём исследуемой порции мокроты составляет 3-5 мл.

Мокроту собирают под надзором медицинского работника. Лицам, ответственным за сбор мокроты, необходимо следить за выполнением определённых правил:

  • нужно объяснить больному цели исследования и необходимость откашливать не слюну или носоглоточную слизь, а содержимое глубоких отделов дыхательных путей. Этого можно добиться в результате продуктивного кашля, возникающего после нескольких (2-3) глубоких вдохов. Нужно также предупредить больного, что он должен предварительно прополоскать рот кипячёной водой, для удаления основной части вегетирующей в ротовой полости микрофлоры и остатков пищи, затрудняющих исследование мокроты;
  • участвующий в сборе мокроты медицинский работник, помимо халата и шапочки, должен надеть маску, резиновые перчатки и резиновый фартук;
  • стоя позади больного, ему рекомендуют держать флакон как можно ближе к губам и сразу же отделять в него мокроту по мере её откашливания, при этом необходимо предусмотреть, чтобы поток воздуха был направлен в сторону от медработника:
  • по завершении сбора мокроты медицинский работник должен тщательно закрыть флакон крышкой и оценить количество и качество собранной мокроты. Затем флакон маркируют и помещают в специальный бикс для транспортировки в лабораторию.

Если больной не выделяет мокроту, то накануне вечером и рано утром в день сбора материала нужно дать ему отхаркивающее средство: экстракт корней алтея лекарственного (мукалтин), бромгексин, амброксол и др. — или применить раздражающую ингаляцию, используя оборудование, установленное в комнате для сбора мокроты. Собранный таким образом материал не подлежит консервации и должен быть исследован в день сбора. Во избежание его «выбраковки» в лаборатории в направлении следует сделать специальную отметку.

Если в данном учреждении не проводят микробиологические исследования, собранный диагностический материал должен быть централизованно доставлен в лабораторию при условии обязательного сохранения материала в промежутках между доставками в холодильнике или с применением консервантов. Доставляют материал в лабораторию в транспортировочных ящиках, которые легко можно продезинфицировать. Каждая проба должна быть снабжена соответствующей этикеткой, а вся партия — заполненным сопроводительным бланком.

[44], [45], [46], [47]

При первичном, так называемом диагностическом, обследовании больного на туберкулёз необходимо в течение 2 или 3 дней исследовать не менее 3 порций мокроты. собранных под наблюдением медицинского персонала, что повышает результативность микроскопии.

Первичный скрининг туберкулёза должны осуществлять все лечебно-диагностические учреждения системы здравоохранения. В последнее время для повышения эффективности первичного обследования на базе клинико-диагностических лабораторий организованы так называемые центры микроскопии, оснащённые современными микроскопами и оборудованием для обеспечения эпидемической безопасности.

В противотуберкулёзных учреждениях используют схему обследования, предусматривающую не менее чем 3-кратное в течение 3 дней исследование мокроты или другого диагностического материала. В процессе лечения микробиологические исследования проводят регулярно не реже 1 раза в месяц в фазе интенсивной химиотерапии. При переходе к фазе долечивания исследования проводят реже — с интервалом в 2-3 мес, при этом кратность исследования снижают до двух.

Особенность патологического материала при внелёгочных формах туберкулёза — малая концентрация микобактерий туберкулёза в нём, что требует более чувствительных методов микробиологического исследования, в первую очередь, методов посева на питательную среду.

При туберкулёзе мочеполовой системы моча — наиболее доступный материал исследования. Забор мочи должен производиться специально обученной медицинской сестрой.

Наружные половые органы обмывают водой с мылом или слабым раствором калия перманганата. Тщательно обрабатывают наружное отверстие мочеиспускательного канала. В стерильный флакон собирают среднюю порцию утренней мочи: у мужчин — естественным путём, у женщин — с помощью катетера. Мочу из почечных лоханок собирают в стерильные пробирки при катетеризации одной или двух почек, в последнем случае — обязательно раздельно из каждой почки. Небольшое количество этой мочи центрифугируют, осадок исследуют.

У мужчин сперму, пунктаты яичек, секрет простаты подвергают центрифугированию для получения осадка. При любой локализации специфического процесса в половой сфере у мужчин массаж предстательной железы может способствовать выделению секрета, содержащего микобактерии туберкулёза.

Менструальную кровь у женщин собирают отсосом или с помощью колпачка Кафки. Полученный материал освобождают от эритроцитов, отмывая его дистиллированной водой с последующим центрифугированием. Осадок исследуют.

Выделения из шеечного канала матки собирают в какую-либо ёмкость или колпачок Кафки, то есть желательно накопить 1-2 мл патологического материала.

Материал, полученный при оперативных вмешательствах на почках, половых органах. при биопсиях, соскобах с эндометрия, гомогенизируют. Для этого его помещают в стерильную ступку и тщательно измельчают стерильными ножницами. К полученной взвеси добавляют стерильный речной песок в количестве, равном её массе, затем доливают 0,5-1.0 мл изотонического раствора натрия хлорида и всё растирают до образования кашицеобразной массы с добавлением изотонического раствора натрия хлорида (4-5 мл). Затем массе дают отстояться в течение 1-1,5 мин, надосадочную жидкость исследуют.

Туберкулёз костей и суставов. Пунктат (гной натёчных абсцессов), полученный стерильным шприцем, помещают в стерильную посуду и сразу доставляют в лабораторию. Стерильной пипеткой, предварительно смоченной стерильным изотоническим раствором натрия хлорида, забирают 2-5 мл гноя, переносят его во флакон с бусами и добавляют ещё 2-3 мл изотонического раствора натрия хлорида. Флакон закрывают пробкой и встряхивают в шуттель-аппарате в течение 8-10 мин. Гомогенизированную взвесь исследуют.

При свищевых формах костно-суставного туберкулёза берут гной из свища. Обильное отделяемое собирают непосредственно в пробирку. В случаях скудного выделения гноя промывают свищевой ход стерильным изотоническим раствором натрия хлорида, а промывные воды, собранные в пробирку, или кусочек тампона, пропитанного гноем, отправляют на исследование.

Хирургический материал, полученный при оперативных вмешательствах на костях и суставах, может состоять из гнойно-некротических масс, грануляций, рубцовой, костной ткани, ткани синовиальных оболочек и других субстратов. Его обработку производят, как при туберкулёзе почек.

Микробиологическое исследование синовиальной жидкости в 3% растворе натрия цитрата (в соотношении 1:1) для предупреждения свёртывания проводят непосредственно после пункции.

Туберкулёз лимфатических узлов. Гной, извлечённый во время пункции лимфатических узлов, исследуют так же. как гной натёчных абсцессов. Ткани лимфатических узлов, полученные при оперативных вмешательствах, биопсиях, исследуют, как при других формах туберкулёза.

Исследование каловых масс на микобактерии туберкулёза производят чрезвычайно редко в связи с практически полным отсутствием положительных результатов.

[48], [49], [50], [51], [52], [53], [54], [55], [56], [57]

Микроскопия мокроты — сравнительно быстрый, простой и недорогой метод, который должен быть использован во всех случаях при подозрении на туберкулёз. Кроме того, это исследование проводят для оценки эффективности химиотерапии и для констатации выздоровления или неудачного исхода лечения при отсутствии результатов культурального исследования.

Используют 2 метода микроскопического исследования:

  • метод прямой микроскопии, когда мазок готовят непосредственно из диагностического материала;
  • метод микроскопии осадка, подготовленного из обработанного деконтаминанта-ми материала для культурального исследования.

Первый метод используют в тех лабораториях, где проводят только микроскопические исследования (клинико-диагностические лаборатории общей лечебной сети).

Лучшие результаты микроскопического исследования получают при концентрировании диагностического материала (например, центрифугированием).

Чтобы обнаружить микобактерии туберкулёза с вероятностью 50% при проведении микроскопии, 1 мл мокроты должен содержать более 5000 микробных клеток. Мокрота пациентов с лёгочными формами туберкулёза обычно содержит значительное количество кислотоустойчивых бактерий, что позволяет уверенно выявить их при бактериоскопии. Диагностическую чувствительность этого метода можно повысить, если исследовать несколько образцов мокроты от одного пациента. Отрицательный результат бактериоскопического исследования не исключает диагноза туберкулёза, поскольку мокрота некоторых пациентов содержит меньше микобактерий, чем можно выявить с помощью микроскопии. Плохая подготовка мазков мокроты также может быть причиной отрицательного результата бактериоскопического исследования.

Наиболее распространённый метод для выявления кислотоустойчивых микобактерий в мазке — окраска по Цилю-Нельсену. Метод основан на проникновении карболового фуксина в микробную клетку через мембрану, включающую в себя восково-липидный слой, при одновременном воздействии нагревания и сильного протравливающего действия фенола. Последующее обесцвечивание мазка 25% раствором серной кислоты или 3% солянокислым спиртом приводит к обесцвечиванию всех некислотоустойчивых структур. Обесцвеченные элементы мазка докрашивают 0,3% раствором метиленового синего. Микобактерии не воспринимают обычные анилиновые красители, в результате чего кислотоустойчивые микобактерии окрашиваются в малиново-красный цвет, а другие микробы и клеточные элементы — в голубой.

Для исследования мазков, окрашенных по Цилю-Нельсену, используют световой бинокулярный микроскоп с иммерсионным объективом (90- или 100-кратное увеличение) и окуляром с 7- или 10-кратным увеличением. Исследуют 100 полей зрения, что достаточно для выявления в мазке единичных микобактерий. В том случае, если результат такого исследования отрицательный, для подтверждения рекомендуют просмотреть еще 200 полей зрения. Регистрируют результаты, указывая количество обнаруженных кислотоустойчивых микобактерий (КУМ).

Помимо данной методики, применяют окраску флюорохромами для люминесцентной микроскопии, что позволяет достичь наилучших результатов. Применение этого метода повышает эффективность микроскопии на 10-15%. При обработке микобак-терий люминесцентными красителями (аурамин, родамин и др.) эти вещества также связываются с воскоподобными структурами микробной клетки. При облучении окрашенных клеток возбуждающим источником света (определённый спектр ультрафиолетового излучения) они начинают светиться оранжевым или ярко-красным светом на черном или тёмно-зелёном фоне. В связи с высокой яркостью и контрастностью видимого изображения можно снизить общее увеличение микроскопа в 4-10 раз, чем расширяется поле зрения и уменьшается время просмотра препарата. Наряду с этим за счёт значительно большей глубины резкости можно повысить комфортность исследования.

Читайте также:  1025 sg в анализе мочи

При использовании флюоресцентной микроскопии на просмотр той же площади мазка затрачивают значительно меньше времени, чем при световой микроскопии мазков, окрашенных по Цилю-Нельсену. Если за рабочий день микроскопист просматривает примерно 20-25 таких мазков, то с помощью флюоресцентной микроскопии он может исследовать за то же время более 60-80 образцов. Опытные микроскопист знают, что окраска клеток смесью аурамина и родамина является в некотором роде специфической для кислотоустойчивых микобактерий, которые в этом случае имеют вид золотистых палочек. Сапрофиты окрашиваются в зеленоватый цвет.

Другое важное преимущество метода флюоресцентной микроскопии — возможность обнаруживать изменённые микобактерии, утратившие под влиянием ряда неблагоприятных факторов, в частности интенсивной химиотерапии, свойство кислотоусотойчивости и не выявляющиеся в связи с этим при окраске по Цилю-Нельсену.

К недостаткам метода флюоресцентной микроскопии относят сравнительно высокую стоимость микроскопа и его эксплуатации. Однако в централизованных или других крупных лабораториях, где нагрузка превышает норму 3 лаборантов, работающих с тремя обычными микроскопами, дешевле использовать вместо этого один флюоресцентный микроскоп.

Бактериоскопические методы обладают довольно высокой специфичностью (89-100%). Около 97% положительных результатов, полученных любым методом микроскопии, однозначно подтверждаются результатами посева.

Необходимо отметить, что при микроскопическом исследовании мазка патологического материала нельзя определить видовую принадлежность выявленных кислотоустойчивых микобактерий. Метод микроскопии позволяет дать заключение лишь о наличии или отсутствии в препарате кислотоустойчивых микроорганизмов, что объясняется существованием в природе большого числа морфологически сходных с микобактериями туберкулёзного комплекса нетуберкулёзных кислотоустойчивых микроорганизмов.

Оценку результатов микроскопии производят в полуколичественных единицах.

Для того чтобы можно было сравнивать результаты различных методов микроскопии, вводят эмпирические коэффициенты. Например, чтобы сопоставить результаты исследования мазка, окрашенного флюоресцентными красителями, с данными исследования световой микроскопии (1000-кратное увеличение), необходимо разделить количество кислотоустойчивых микобактерий, обнаруженных с помощью люминесцентного микроскопа, на соответствующий коэффициент при 250-кратном увеличении микроскопа — на 10, при 450-кратном — на 4, при 630-кратном — на 2.

Осуществляют прямую микроскопию, а также микроскопию мазков, приготовленных после обогащения с последующей окраской по Цилю-Нельсену или люминесцентными красителями. Прямая микроскопия мазков малоэффективна в связи с низкой концентрацией микобактерий в материале, а потому рациональнее использовать методы обогащения. Наиболее эффективно центрифугирование. Если биологический материал вязкий, применяют центрифугирование с одновременной гомогенизацией и разжижением материала, которое проводят с помощью высокооборотных центрифуг с силой центрифугирования 3000 g и растворов гипохлорита. Другие методы обогащения, например микрофлотацию, в настоящее время не используют из-за образования биологически опасных аэрозолей.

[58], [59], [60], [61], [62]

Метод посева, или культуральный метод, отличается большей чувствительностью, чем микроскопия мазков, и имеет перед последним ряд преимуществ. Он позволяет обнаруживать несколько десятков жизнеспособных микобактерий в исследуемом материале и имеет большую диагностическую ценность. Это особенно важно при исследовании материала от впервые выявленных или леченных больных, выделяющих небольшое количество микобактерий.

По сравнению с микроскопией, культуральное исследование позволяет увеличить число выявленных больных туберкулёзом более чем на 15-25%, а также верифицировать туберкулёз в более ранних стадиях, когда заболевание ещё хорошо поддаётся лечению. Очень важным преимуществом культурального исследования считают возможность получения культуры возбудителя, которая может быть идентифицирована и изучена в отношении лекарственной чувствительности, вирулентности и других биологических свойств.

К недостаткам методов культивирования следует отнести их длительность (срок ожидания материалов достигает 10 нед). более высокую стоимость, сложность обработки диагностического материала.

Обычные микробиологические методики не могут быть использованы при проведении исследований на туберкулёз. Это связано с тем. что растут микобактерии туберкулёза очень медленно, а большинство проб клинического материала содержит быстрорастущие гноеродные и гнилостные микроорганизмы, грибы. Их бурный рост на богатых питательных средах мешает развитию микобактерий и не позволяет выделить возбудителя туберкулёза, поэтому перед посевом диагностический материал обязательно подвергают предварительной обработке. Кроме того, микобактерии, выделяющиеся из дыхательных путей больного, как правило, окружены большим количеством слизи, затрудняющей их концентрирование. В связи с этим перед посевом мокроты и других сходных материалов необходимо их разжижение, деконтаминация.

Все детергенты и деконтаминанты обладают более или менее выраженным токсическим действием на микобактерии. В результате обработки может гибнуть до 90% микобактерий. Чтобы сохранить достаточную часть микобактериальной популяции, необходимо использовать щадящие методы обработки, позволяющие, с одной стороны, подавить быстрорастущие гноеродные и гнилостные микроорганизмы, а с другой — максимально сохранить жизнеспособность присутствующих в материале микобактерий.

В зависимости от материала, степени его гомогенности и загрязнённости для предпосевной обработки используют различные деконтаминанты: для мокроты — раствор гидроксида натрия 4%, растворы трёхзамещённого фосфорнокислого натрия 10%, бензалкониума хлорида тринатрий фосфата, NALC-NaOH (N-ацетил-L-цистеин-гидроксид натрия) с конечной концентрацией NaOH 1%, для мочи и других жидких материалов — раствор серной кислоты 3%, для загрязнённых проб, жиросодержащих материалов — раствор щавелевой кислоты до 5%. Кроме того, в некоторых случаях используют ферменты, поверхностно-активные вещества (детергенты). Применение твина и некоторых других детергентов сопровождается меньшей гибелью микобактериальных клеток (выживают 40-50%). однако использовать их можно только для жидких материалов. Наибольшее распространение в мире получил NALC-NaOH. выпускаемый в наборах. Этот метод позволяет выделять более 85% популяции клеток микобактерий. Деконтаминация тканесодержащих твёрдых материалов труднее, поскольку угадать степень дисперсности материала в процессе гомогенизации сложно. Например, обработка биоптатов лимфатических узлов нередко сопровождается повышенной частотой контаминации посторонней флорой. В этом случае можно использовать 1% этоний.

Негомогенный материал гомогенизируют с помощью стеклянных бус в присутствии деконтаминантов. Жидкие материалы предварительно центрифугируют и обработке подвергают только осадок.

После предварительной обработки материал центрифугируют, за счёт этого осаждают микобактерии и повышают их содержание в осадке («обогащение осадка»). Полученный осадок подвергают нейтрализации и засевают им (инокулируют) поверхность плотных питательных сред или пробирки с жидкими (полужидкими) средами. Из оставшейся части осадка готовят мазки для микроскопического исследования. Техника посева должна предотвращать кросс-контаминацию диагностического материала.

Для достоверной клинической интерпретации результатов микробиологического исследования необходимо соблюдать следующее правило: микроскопическое и культуральное исследования нужно производить параллельно из одной и той же пробы диагностического материала.

Инокулированные пробирки помещают в термостат при 37 o С на 2 сут в горизонтальном положении. Это обеспечивает более равномерное всасывание материала в питательную среду. Через 2 сут пробирки переводят в вертикальное положение и герметично закрывают резиновыми или силиконовыми пробками во избежание подсыхания засеянных сред.

Посевы выдерживают в термостате при 37 о С в течение 10-12 нед при регулярном еженедельном просмотре. При каждом контрольном просмотре регистрируются следующие параметры:

  • срок визуально наблюдаемого со дня посева роста;
  • интенсивность роста (число КОЕ);
  • загрязнение посева посторонней микробной флорой или грибами (такие пробирки удаляют);
  • отсутствие видимого роста. Пробирки оставляют в термостате до следующего просмотра.

Для культивирования микобактерий используют различные питательные среды; плотные, полужидкие, жидкие. Однако ни одна из известных питательных сред не обладает свойствами, обеспечивающими рост всех микобактериальных клеток. В связи с этим для повышения результативности рекомендуют применять одновременно 2-3 питательные среды разного состава.

В качестве стандартной среды для первичного выделения возбудителя туберкулёза и определения его лекарственной чувствительности ВОЗ рекомендует среду Левенштейна-Йенсена. Это плотная яичная среда, на которой рост микобактерий получают на 20-25-й день после посева бактериоскопически положительного материала. Посевы бактериоскопически отрицательного материала требуют более длительного периода инкубации (до 10-12 нед).

В нашей стране широкое распространение получила предложенная Э.Р. Финном яичная среда Финн-II. Она отличается тем, что вместо L-аспарагина в ней используют глутамат натрия, запускающий иные пути синтеза аминокислот микобактерий. Рост появляется на этой среде несколько раньше, а частота выделения микобактерий на 6-8% выше, чем на среде Левенштейна-Йенсена.

Для повышения эффективности бактериологической диагностики внелёгочного туберкулёза целесообразно включать в комплекс питательных сред модифицированные среды Финн-II. Для ускорения роста в питательную среду Финн-II дополнительно вводят натрий тиогликолат 0,05%, снижающий концентрацию кислорода. Для защиты ферментных систем микобактерий от токсичных продуктов перекисного окисления липидов в питательную среду Финн-II вводят антиоксидант α-токоферола ацетат в концентрации 0,001 мкг/мл. Посев диагностического материала производят по стандартной методике.

В противотуберкулёзных лабораториях России используют и другие модификации плотных питательных сред; предложенную Г.Г. Мордовским питательную среду «Новая», разработанные В.А. Аникиным питательные среды А-6 и А-9 и др.

В связи с тем что в процессе химиотерапии происходит повреждение различных метаболических систем микробной клетки, часть микобактериальной популяции утрачивает способность нормально развиваться на обычных питательных средах и требует осмотически сбалансированных (полужидких или жидких) питательных сред.

Некоторые штаммы и виды микобактерий растут медленно, рост может появляться даже к 90-му дню. Число таких культур невелико, но это заставляет выдерживать посевы в термостате в течение 2,5-3 мес.

Вирулентные культуры микобактерий туберкулёза обычно растут на плотных яичных средах в виде R-форм колоний различной величины и вида. Колонии сухие, морщинистые, цвета слоновой кости, слегка пигментированные. На других средах колонии микобактерий туберкулёза могут быть более влажными. После курса химиотерапии или в процессе лечения могут выделяться гладкие колонии с влажным ростом (S-формы).

При выделении культур используют комплекс специальных исследований, позволяющих отличить микобактерии туберкулёза от нетуберкулёзных микобактерий и кислотоустойчивых сапрофитов.

Положительный ответ дают после обязательного микроскопического исследования окрашенного по Цилю-Нельсену мазка из выросших колоний. В случае роста микобактерий в мазках обнаруживают ярко-красные палочки, лежащие одиночно или группами, образующие скопления в виде войлока или кос. В молодых культурах, особенно выделенных от длительно леченных химиопрепаратами больных, микобактерии отличаются выраженным полиморфизмом, вплоть до наличия наряду с палочковидными формами коротких, почти кокковидных или же удлинённых вариантов, напоминающих мицелий грибов.

Интенсивность роста микобактерий обозначают по следующей схеме: (+) — 1-20 КОЕ в пробирке (скудное бактериовыделение); (++) — 20-100 КОЕ в пробирке (умеренное бактериовыделение); (+++) — >100 КОЕ в пробирке (обильное бактериовыделение). При лабораторной диагностике туберкулёза недостаточно дать ответ, ющий, обнаружены ли или нет тем или иным методом микобактерии. иметь детальное представление об объёме и характере микобактериальной популяции, её составе и свойствах. Именно эти данные позволяют правильно интерпретировать состояние процесса, планировать тактику и своевременно корригировать лечение.

В последние годы для ускорения роста микобактерий предложены питательные среды на агаровой основе с различными ростовыми добавками и применением специальной газовой смеси. Для получения роста микобактерий на этих средах при культивировании создают атмосферу с повышенным содержанием углекислого газа (4-7%). С этой целью используют специальные СО2-инкубаторы. Однако наибольшее развитие получили автоматизированные системы культивирования микобактерий: MGIT-BACTEC-960 и MB/Bact.

Одна из таких систем — система MGIT (mycobacteria growth indicating tube), которая относится к разработкам высоких технологий и предназначена для ускоренной бактериологической диагностики туберкулёза и определения чувствительности микобактерий к препаратам первого ряда и некоторым препаратам второго ряда. MGIT ориентирована на использование её в составе прибора ВАСТЕС-960. Культивируют микроорганизмы в специальных пробирках с жидкой питательной средой на основе модифицированной среды Middlebrook-7Н9. Для стимуляции роста микобактерий и подавления роста посторонней микрофлоры используются добавки роста MGIT Growth Supplement и смесь антибактериальных препаратов PANTA.

Регистрацию роста микроорганизмов осуществляют оптически. В её основе лежит флюоресценция, возникающая при потреблении кислорода микобактерия-ми в процессе роста. Кислородзависимый флюорохромный краситель содержится на дне специальной пробирки и покрыт слоем силикона. Размножение микобактерий приводит к уменьшению количества кислорода в пробирке и снижению его концентрации, что вызывает усиление флюоресценции, которая становится видимой при облучении пробирки ультрафиолетовым светом и автоматически регистрируется фотодатчиками, встроенными в прибор ВАСТЕС-960. Интенсивность свечения регистрируют в единицах роста (GU- growth units). Данные роста заносятся в компьютер, где их можно сохранить, автоматически. Компьютерный анализ кривых роста может дать информацию о наличии различных пулов микобактерий, в том числе нетуберкулёзных, а также помогает оценить ростовые свойства микобактерий.

В результате внедрения таких систем время появления роста микобактерий значительно сократилось, составляя в среднем 11 дней на ВАСТЕС-960 и 19 дней на MB/Bact против 33 дней на стандартной плотной питательной среде. Необходимо отметить, что эти системы требуют высокой квалификации персонала. Посев материала на жидкие среды обязательно сопровождают посевом на среду Левенштейна-Йенсена, играющую роль дублёра в тех случаях, когда на других средах микобактерии туберкулёза не дают роста.

[63], [64], [65], [66], [67], [68], [69], [70], [71]

Определение спектра и степени чувствительности микобактерий к противотуберкулёзным препаратам имеет важное клиническое значение, а также для эпидемиологической оценки распространения туберкулёза с лекарственной устойчивостью. Кроме того, мониторинг лекарственной устойчивости позволяет оценивать эффективность противотуберкулёзной программы в целом, являясь интегральным показателем работы всех составляющих противотуберкулёзных мероприятий.

Кратность и сроки определения лекарственной чувствительности:

  • до начала лечения однократно для определения стратегии и тактики лечения:
  • при изоляции от больного культур из различного материала (мокрота, БАЛ, моча, экссудаты, ликвор и др.) исследуются все выделенные штаммы:
  • в конце интенсивной фазы лечения при отсутствии клинико-рентгенологической динамики:
  • при необходимости изменения схемы лечения в случае:
    • отсутствия негативации мокроты;
    • повторного выделения культуры после негативации мокроты;
    • резкого увеличения количества КУМ в мазке после первоначального снижения. Хорошо известно, что из материала от больного туберкулёзом выделяют неоднородные по лекарственной чувствительности штаммы микобактерий туберкулёза. Чувствительность штаммов к противотуберкулёзным препаратам может отличаться по спектру препаратов, степени, частоте и скорости появления устойчивости.

Степень лекарственной устойчивости микобактерий туберкулёза определяют в соответствии с установленными критериями, которые ориентированы на клиническую значимость устойчивости и зависят от противотуберкулёзной активности препарата, его фармакокинетики, концентрации в очаге поражения. величины максимальной терапевтической дозы и прочее.

Определение лекарственной чувствительности микобактерий в настоящее время проводят микробиологическими методами:

  • абсолютных концентраций (метод разведений на плотной или жидкой питательных средах),
  • пропорций,
  • коэффициента резистентности.

Обычно устойчивость проявляется в виде визуально наблюдаемого роста колоний микобактерий туберкулёза, однако существуют методики, индуцирующие рост в ранних стадиях деления клеток микобактерий в виде цветных реакций. Эти методы сокращают время проведения теста с 3-4 до 2 нед.

В качестве унифицированного в России получил распространение рекомендованный Комитетом по химиотерапии ВОЗ метод абсолютных концентраций, который с методической точки зрения является самым простым, однако требует высокой стандартизации и точности выполнения лабораторных процедур. Тест на лекарственную чувствительность состоит из набора пробирок с питательной средой, модифицированной противотуберкулёзными препаратами. Набор состоит из 2-3 пробирок с разными концентрациями каждого из используемых препаратов, одной контрольной пробирки со средой без препарата и одной пробирки, содержащей 1000 мкг/мл сали-циловокислого натрия или 500 мкг/мл паранитробензойной кислоты для выявления роста нетуберкулёзных микобактерий.

Для приготовления набора сред с препаратами используют модифицированную среду Левенштейна-Йенсена (без крахмала), которую разливают в колбы. В каждую из колб добавляют определённый объём соответствующего разведения противотуберкулёзного препарата. Содержимое колб тщательно перемешивают, разливают в пробирки и свёртывают в наклонном положении в течение 40 мин при температуре 85 °С. Свёртывание среды рекомендуют производить в электросвёртывателе с автоматической регулировкой температуры. Среда с противотуберкулёзными препаратами

1-го ряда может храниться в холодильнике при 2-4 °С в течение 1 мес, с препаратами 2-го ряда — не более 2 нед. Хранение сред с препаратами при комнатной температуре недопустимо. При приготовлении растворов противотуберкулёзных препаратов учитывают их активность, рассчитывая концентрацию с поправкой на молекулярную массу неспецифической части препарата, чистоту и т.д. Для определения лекарственной чувствительности используют только химически чистые субстанции.

Принцип метода состоит в определении концентрации противотуберкулёзного препарата, подавляющей рост значительной части популяции микобактерий. При правильном выполнении этот метод имеет хорошую достоверность.

Перед постановкой теста необходимо убедиться, что выделенная культура микобактерий туберкулёза не имеет посторонней микрофлоры. Из культуры микобактерий в 0,9% растворе натрия хлорида готовят гомогенную взвесь, содержащую 500 млн микробных тел в 1 мл (оптический стандарт мутности 5 единиц). Полученную взвесь разводят 0,9% раствором натрия хлорида (1:10) и вносят по 0,2 мл взвеси в каждую пробирку набора питательных сред. Засеянные пробирки помещают в термостат при 37 °С и выдерживают в горизонтальном положении в течение 2-3 сут, чтобы скошенная поверхность питательной среды была равномерно инокулирована взвесью микобактерий туберкулёза. Затем пробирки переводят в вертикальное положение и инкубируют в течение 3-4 нед. Учёт результатов проводят через 3-4 нед.

Поскольку сроки выделения возбудителя из клинического материала на питательных средах составляют не менее 1-1,5 мес, результаты определения лекарственной чувствительности указанным методом можно получить не ранее чем через 2-2,5 мес после посева материала. В этом заключается один из основных недостатков метода.

Интерпретируют результаты определения лекарственной чувствительности микобактерий на основе определённых критериев. На плотных средах культура считается чувствительной к той концентрации препарата, которая содержится в среде, если число колоний микобактерий, выросших на данной пробирке с препаратом, не превышает 20 при обильном росте на контрольной пробирке без препаратов. Только при наличии более 20 колоний культура расценивается как устойчивая к данной концентрации. На практике при получении результатов роста в опытных пробирках, близких к 20 КОЕ. необходимо известить клиническое подразделение, что чувствительность или устойчивость в этом случае носит пограничный характер, так как иногда это может объяснить нечёткую динамику клинических показателей.

Для различных препаратов установлена определённая концентрация, при которой наблюдают размножение критической доли микобактериальной популяции. Эти концентрации носят название «критические». В качестве критерия устойчивости используют величину роста популяции микобактерий на питательной среде с препаратом в критической концентрации.

В отечественной фтизиатрической практике при определении лекарственной устойчивости не ограничиваются определением только критических концентраций. Это связано с тем. что расширенное определение уровня лекарственной устойчивости возбудителя позволяет клиницисту более правильно сформировать тактику химиотерапии, используя знания о потенцирующем действии комбинаций лекарственных препаратов, предвидеть перекрёстную устойчивость или применить более эффективные препараты используемой группы противотуберкулёзных препаратов.

Метод абсолютных концентраций наиболее прост, однако и наиболее чувствителен к допускаемым ошибкам при его выполнении. Более достоверным, особенно при определении чувствительности к препаратам 2-го ряда, и распространённым вне России является метод пропорций. В нём учтены недостатки метода абсолютных концентраций, однако в исполнении он более трудоёмок.

Метод очень похож на метод абсолютных концентраций. Приготовление тестовых пробирок с лекарственными препаратами производят так же. как при методе абсолютных концентраций. Однако посевная доза суспензии микобактерий туберкулёза снижена в 10 раз. что нивелирует частоту спонтанной устойчивости некоторых штаммов микобактерий туберкулёза к таким препаратам, как Этамбутол, протионамид, капреомицин. В качестве контрольных используют 2 или 3 пробирки с посевной дозой, равной в тестируемых пробирках, последовательно разведённых в 10 и 100 раз. Критерием устойчивости служит доля визуально наблюдаемого роста микобактерий туберкулёза. Для препаратов 1-го ряда критерием устойчивости служит превышение роста 1% от исходной популяции, для препаратов 2-го ряда — рост 1 или более 10% от исходной, в зависимости от выбранной критической концентрации.

В 1997 г. рабочая группа ВОЗ и Международного противотуберкулёзного союза по выявлению противотуберкулёзной лекарственной устойчивости внесла коррективы в эти критерии, предложив считать устойчивыми микобактерии, вырастающие на плотной яичной среде Левенштейна-Йенсена при следующих концентрациях:

  • дигидрострептомицин — 4 мкг/мл;
  • изониазид — 0,2 мкг/мл:
  • рифампицин — 40 мкг/мл:
  • Этамбутол — 2 мкг/мл.

В 2001 г. критические концентрации были предложены для следующих препаратов 2-го ряда (для критической пропорции в 1%):

  • капреомицин — 40 мкг/мл;
  • протионамид — 40 мкг/мл;
  • канамицин — 30 мкг/мл;
  • виомицин — 30 мкг/мл;
  • циклосерин — 40 мкг/мл;
  • аминосалициловая кислота — 0,5 мкг/мл;
  • офлоксацин — 2 мкг/мл.

Результаты роста оценивают через 4 нед как предварительный и через 6 нед культивирования — как окончательный.

Для определения лекарственной чувствительности к пиразинамиду, который широко используют в современной химиотерапии туберкулёза, рекомендуемая критическая концентрация составляет 200 мкг/мл. Однако до сих пор нет общепринятого метода определения лекарственной устойчивости к этому препарату на твёрдых питательных средах, поскольку его антибактериальная активность проявляется только в кислой среде (pH o С;

  • отсутствием пигментообразования (цвет слоновой кости);
  • выраженной кислотоустойчивой окраской;
  • положительным ниациновым тестом;
  • положительным нитратредуктазным тестом;
  • отсутствием термостабильной каталазы (68 o С).
  • отсутствием роста на среде Левенштейна-Йенсена, содержащей:
    • 1000 мкг/мл натрия салициловокислого,
    • 500 мкг/мл паранитробензойной кислоты,
    • 5% хлорида натрия:
  • ростом в присутствии 1-5 мкг/мл тиофен-2-карбоксиловой кислоты.
  • Актуальность дифференциации выделенных микобактерий будет заметно возрастать с ростом частоты регистрации случаев ВИЧ/СПИДа, ассоциированных с туберкулёзом или микобактериозами. В настоящее время нет абсолютной уверенности готовности практических региональных лабораторий корректно выполнять данный объём работ.

    [80], [81], [82], [83], [84], [85], [86], [87], [88]

    Существует целый ряд универсальных феноменов, препаратов и иммунологических тестов, которые первоначально были обнаружены именно при туберкулёзе или на модели иммунного ответа на микобактерии. К ним относят БЦЖ и туберкулин, такой феномен, как кожная ГЗТ (туберкулиновые пробы — реакции Пирке и Манту), реакцию на подкожное введение туберкулина сенсибилизированным животным (феномен Коха). Одни из первых антитела при инфекционном заболевании были также обнаружены при туберкулёзе. Разумеется, чем глубже понимание механизмов противотуберкулёзного иммунитета и их генетического контроля, тем шире может быть использование иммунологических методов и препаратов, воздействующих на иммунитет, для решения практических проблем фтизиатрии.

    Самой важной и сложной практической проблемой в настоящее время считают выявление туберкулёза в процессе массового скрининга населения. Однако, несмотря на многочисленные сообщения об «успехах» (на ограниченном материале), нет подходящего для этих целей иммунологического метода (воспроизводимого в «любых руках») и препарата.

    Иммунологические методы, в частности серологические исследования (определение антигенов, антител) и туберкулинопровокационные пробы, весьма широко используются в клинической практике.

    На первом месте среди иммунологических исследований, применяемых при дифференциальной диагностике, находятся серологические методы — определение антигенов и антител в разных средах организма.

    Специфичность определения антител к микобактериям туберкулёза зависит от используемых при иммунном анализе антигенов. Предложено значительное количество антигенов, самый первый из которых — туберкулин ППД:

    • ППД и другие комплексные препараты из культуральной жидкости;
    • ультразвуковой дезинтеграт;
    • тритоновый экстракт и другие комплексные препараты клеточных стенок;
    • 5-антиген (Daniel);
    • 60-антиген (Coccito);
    • липоарабиноманнан;
    • корд-фактор (трегалоза-6,6-ди-миколат);
    • фенольный и другие гликолипиды;
    • липополисахариды;
    • фибронектинсвязывающий антиген;
    • белки (чаще всего рекомбинантные); 81,65,38,34,30,19,18,16,15.12 КДА и др.

    В результате многолетних исследований российских и зарубежных учёных были выявлены основные закономерности антителообразования и эффективности серологической диагностики туберкулёза: чем более комплексный антиген, тем выше чувствительность и ниже специфичность тестов. Специфичность в разных странах различается в зависимости от инфицированности населения М. tuberculosis и нетуберкулёзными микобактериями, от проведения вакцинации БЦЖ и др. У детей информативность серодиагностики ниже, чем у взрослых. При первичном туберкулёзе (чаще дети) более информативно определение IgM. при вторичном — IgG. У ВИЧ-ннфицированных информативность серодиагностики при определении антител снижается. Эффективность определения антител зависит от ряда «клинических моментов»: активности процесса (наличия или отсутствия «выделения» микобактерий, наличия полостей распада, степени инфильтрации), распространённости процесса, длительности его течения.

    Чувствительность метода иммуноферментного анализа (ИФА) составляет около 70%. Недостаточная эффективность исследования связана с его низкой специфичностью. Ранее рассматривали возможности применения серологического скрининга в группах высокого риска, в частности среди лиц с посттуберкулёзными изменениями в лёгких.

    Для повышения специфичности ИФА продолжают поиски более специфичных антигенов, в том числе получаемых генно-инженерным путём: ESAT-6 и др. (см. выше). Применение строго специфичных антигенов (38 кДа, ESAT) повышает специфичность. но значительно уменьшает чувствительность анализа. Наряду с ИФА (экспериментальные лабораторные тест-системы. например Pathozyme ELISA kit) предложены также наборы иммунохроматографические с латеральной фильтрацией (Mycodot), а также другие подобные тесты (дот-анализ на мембране) с визуальной оценкой результата исследования. При проведении этих тестов анализ проходит в течение 10-30 мин; они не требуют специального оборудования, требуют визуальной оценки результатов, что связано с известной субъективностью. Указанные методы имеют примерно те же характеристики чувствительности и специфичности (70% и 90-93% соответственно), что и традиционный ИФА.

    Применение методов иммунного анализа имеет определённое значение в качестве дополнительного, учитываемого в комплексе используемых методов, при дифференциальной диагностике туберкулёза, особенно при диагностике его внелёгочных форм. Наибольшую эффективность метод ИФА имеет в диагностике туберкулёзного менингита при исследовании спинномозговой жидкости. В этом случае чувствительность анализа составляет 80-85%, а специфичность 97-98%. Имеются сведения об эффективности определения антител к микобактериям туберкулёза в слёзной жидкости при диагностике туберкулёзного увеита.

    Гамма-интерферон (ИФН-γ) — фактор специфической иммунной защиты, реализующейся посредством активирования ферментных систем макрофагов. Индукцию синтеза ИФН-γ сенсибилизированными Т-лимфоцитами вызывает их взаимодействие с антигенами микобактерий.

    В качестве антигенов используют как туберкулин ППД. так и специфические антигены, полученные генно-инженерным путём, в частности антигены ESAT-6 (ранний секретируемый антиген с молекулярной массой 6 кДа) и CFP-10 (белок культурального фильтрата, 10 кДа). Генно-инженерные или рекомбинантные антигены отсутствуют в клетках вакцины БЦЖ и других микобактерий. При использовании туберкулина результаты теста индукции ИФН-γ сопоставимы с результатами туберкулинового кожного теста (прямая корреляция). При использовании генно-инженерных антигенов результаты теста более специфичны и не зависят от предшествующей вакцинации БЦЖ. При обследовании вакцинированных лиц, не имевших контакта с туберкулёзной инфекцией, специфичность теста составляет 99%. Чувствительность теста среди больных туберкулёзом колеблется от 81 до 89%.

    Разработаны тесты и диагностикумы, основанные на краткосрочном культивировании клеток цельной крови или мононуклеарных клеток, выделенных из крови, с антигенами микобактерий туберкулёза in vitro с последующим определением концентрации ИФН-γ или подсчётом числа Т-лимфоцитов, синтезирующих ИФН-γ. Концентрацию интерферона, синтезированного в пробирке, определяют методом ИФА с использованием моноклональных антител, связывающих ИФН-γ. Затем с помощью калибровки стандартного ИФН-γ определяют его концентрацию в пробирке или лунках планшета.

    При проведении теста Elispot количество Т-лимоцитов, синтезирующих ИФН-γ. подсчитывают на поверхности чашки, покрытой антителами к ИФН-γ.

    разработчики диагностикума на основе индукции ИФН-γ in vitro, который утверждён Агентством по лекарствам и продуктам США, утверждают, что с помощью теста невозможно дифференцировать латентную туберкулёзную инфекцию от активного туберкулёза. Поэтому в регионах с высоким уровнем инфицированности тест не имеет прямого диагностического значения. Однако в нашей стране его можно применять для дифференцирования туберкулёзной инфекции у детей от поствакцинальной аллергии, а также для оценки уровня специфического иммунитета в процессе лечения.

    В настоящее время проходит стадию изучения отечественная тест-система для определения индукции синтеза ИФН-γ специфическими туберкулёзными антигенами in vitro.

    Читайте также:  1 кетоновые тела при анализе мочи

    В процессе лечения туберкулёза у людей происходят изменения антигенемии и состояния иммунной системы.

    Данные об изменениях в экссудатах и тканях в значительной мере противоречивы. Единственное, что можно отметить с полным основанием, — это то, что в туберкулёзных гранулёмах, как правило, обнаруживается значительное число активированных Т-лимфоцитов.

    Имеет смысл остановиться ещё на двух положениях, которые необходимы, чтобы понять роль иммунологических механизмов в лечении туберкулёза у человека:

    • у больных СПИДом особенно высока частота развития множественной лекарственной устойчивости;
    • при множественной лекарственной устойчивости (и в отсутствие ВИЧ-инфекции) нарушения иммунитета (в первую очередь Т-клеточного звена) особенно существенны.

    При туберкулёзе широко применяют различные методы иммунокоррекции: это в первую очередь препараты, действующие преимущественно на Т-клеточный иммунитет и систему мононуклеарных фагоцитов (гормоны тимуса, изофон, ликопид, полиоксидоний и др.). а также цельные (аттенуированные) микобактерии и их компоненты.

    К методам молекулярной биологии в диагностике инфекционных заболеваний относят, в основном, методы, основанные на манипулировании с геномными материалами бактериальных и вирусных возбудителей с целью выявления специфического генетического материала — участков ДНК с нуклеотидной последовательностью, специфической в отношении данного вида или штаммов возбудителя, для анализа специфических последовательностей ДНК в генах, определяющих чувствительность возбудителя к определённым лекарственным веществам, а также для анализа функциональной активности определённых генов возбудителя. Молекулярно-биологические методы получили большое распространение в научных исследования и практическое применение в диагностике и контроле различных бактериальных и вирусных инфекций после открытия в 1985 г. Кэрри Мюллисом (лауреат Нобелевской премии. 1989) полимеразной цепной реакции.

    ПЦР позволяет амплифицировать (размножить) в пробирке нуклеотидную последовательность (фрагмент ДНК возбудителя) в течение нескольких часов в миллионы раз. Проведение реакции при наличии единичных цепей ДНК определяет исключительно высокую чувствительность анализа.

    Нуклеотидная последовательность определённых участков в цепи ДНК определяет генетическое своеобразие микроорганизма, что объясняет высокую специфичность ПЦР.

    Значение этого метода для обнаружения и исследования характеристик микобактерий туберкулёза обусловлено биологическими особенностями микроорганизма, обладающего очень медленным ростом: время удвоения ДНК микобактерий туберкулёза при их культивировании составляет 12-24 ч.

    Принцип метода ПЦР состоит в амплификации — многократном, в миллионы раз. умножении участков специфической последовательности ДНК в пробирочном микрообъёме при циклическом повторении следующих трёх стадий реакции, каждая из которых проходит в различном температурном режиме:

    • I стадия — денатурация двухцепочечной ДНК при нагревании с расхождением её цепей;
    • II стадия — комплементарное связывание (гибридизация) праймеров (затравочных олигонуклеотидов) с концевыми участками цепей строго специфического, избранного для умножения фрагмента ДНК;
    • III стадия — достройка цепи фрагмента ДНК с помощью термостабильной ДНК-полимеразы.

    Для амплификации в пробирке должны быть молекулы матричной ДНК. четыре вида дезоксинуклеозидтрифосфатов (нуклеотидов), содержащих соответствующие азотистые основания: аденин (А), тимин (Т), гуанин (Г), цитозин (Ц); искусственно синтезированные затравочные олигонуклеотиды (праймеры), состоящие из 18-20 пар оснований; термостабильный фермент ДНК-полимераза, имеющий температурный оптимум 68-72 о С, и ионы магния.

    Специфичность ПЦР зависит от выбора фрагмента ДНК. В соответствии с ним синтезируют фланговые затравочные олигонуклеотиды. Специфичность гибридизации и достройки цепи ДНК обусловлена принципом комплементарности следующих пар азотистых оснований: аденин-тимин, гуанин-цитозин.

    Для определения генома микобактерий туберкулёзного комплекса наиболее эффективной мишенью амплификации в большинстве тест-систем избран фрагмент ДНК IS6110, который в большинстве штаммов микобактерий туберкулёза имеет в геноме значительное число (10-20) повторов, что обеспечивает, наряду со специфичностью, высокую чувствительность анализа. В то же время описаны штаммы микобактерий туберкулёза с малым числом повторов или отсутствием фрагмента IS6110.

    Для проведения ПЦР молекулы ДНК возбудителя должны быть выделены из биологического материала в минимальном объёме, при минимальном количестве неспепифической ДНК и различных ингибиторов фермента — ДНК-полимеразы.

    Подготовка проб должна проводиться в условиях, предотвращающих перекрёстное загрязнение исследуемых образцов выделяемыми молекулами ДНК. Для этого необходима предварительная обработка помещения ультрафиолетом, полов и рабочих поверхностей столов и приборов — хлорсодержащими растворами. Также необходимо обязательное использование чистых перчаток, одноразовых пробирок и наконечников к автоматическим пипеткам.

    Для выделения ДНК микобактерий туберкулёза из клинических образцов (спинномозговая жидкость, бронхиальный смыв), не содержащих большого числа лейкоцитов, клеточного детрита или солей, достаточно центрифугировать пробу при 3-4 тыс. оборотов в минуту, добавить к осадку 20-30 мкл 2% раствора тритона Х-100 и прогреть при 90 о С в течение 30 мин.

    Для подготовки проб мокроты необходимо эффективное разжижение, для которого обычно используют 4% раствор натрия гидроксида и N-ацетил-L-цистеин (NALC) в количестве 50-80 мг на пробу — в зависимости от вязкости образца. Раствор NALC должен быть приготовлен ex tempore либо порошок NALC можно добавить в сухом виде непосредственно в пробу. После разжижения необходимо центрифугирование проб в течение 15 мин при 3,5-4 тыс. оборотов в минуту (3000 g) в пробирках объёмом 50 мл с завинчивающимися крышками, т.е. в тех же условиях, которые рекомендуются для предпосевной подготовки мокроты.

    Для экстракции ДНК из осадка чаще применяют метод, основанный на использовании 5-6-молярного раствора гуанидин-изотиоцианата в качестве лизирующего реагента и микропористых частиц оксида кремния («диатомовая земля»), сорбирующих молекулы ДНК. Неспецифические вещества, в том числе возможные ингибиторы, затем отмывают в 2,5-молярном растворе гуанидин-изотиоцианата и растворе этанола, после чего десорбируют молекулы ДНК в воде, и эти образцы используют для проведения ПЦР. Для упрощения технологии выделения ДНК «диатомовую землю» нередко заменяют магнитными микрочастицами, покрытыми оксидом кремния. При этом для осаждения частиц вместо центрифугирования применяют специальный магнитный штатив для микропробирок.

    В России разработан оригинальный метод иммуномагнитной сепарации микобактерий с последующей экстракцией ДНК возбудителя. Для иммуномагнитной сепарации микобактерий туберкулёза используют феррочастицы размером 3-5 мкм, покрытые оксидом кремния, к которым присоединены посредством химической связи поликлональные (кроличьи) антитела к микобактериям туберкулёза. Образцы мокроты после щелочного лизиса нейтрализуют кислым раствором трис-HCl и инкубируют с иммуномагнитным сорбентом. Затем иммуноферрочастицы собирают с помощью магнитной палочки со сменным наконечником, переносят в микропробирку, осаждают. вносят 20-30 мкл 2% раствора тритона Х-100 и прогревают 30 мин при 90 o С. Надосадочную жидкость используют в качестве ДНК-матрицы для ПЦР-анализа.

    Сложной проблемой является выделение ДНК микобактерий туберкулёза из биоптатов. Для лизиса биоптата используют фермент — протеиназу К в конечной концентрации 200-500 мг/л при температуре 56 o С в течение ночи. Далее выделяют одним из известных методов. Избыток неспецифической ДНК при ПЦР-анализе биоптатов нередко служит причиной ингибирования реакции, что требует повторного экстрагирования ДНК.

    После завершения реакции амплифицированные фрагменты ДНК возбудителя идентифицируют с помощью различных методов.

    Хорошо известен метод гельэлектрофореза. При этом полученный фрагмент ДНК идентифицируют по положительному контролю, содержащему искомый специфический фрагмент ДНК, или по заранее известному размеру (числу нуклеотидных пар) фрагмента, который определяют с помощью стандартного молекулярного маркёра.

    В присутствии специфического красителя — этидия бромида, включающегося в двухцепочечную ДНК. синтезированный фрагмент ДНК выявляется в виде светящейся под действием ультрафиолета полосы.

    Размер фрагмента ДНК, определяемый при электрофорезе по расстоянию пробега от старта, должен соответствовать известному маркёру молекулярного веса или положительному контролю.

    Другие методы определения результатов ПЦР основаны на гибридизации одно-цепочечных продуктов ПЦР с комплементарным к ним олигонуклеотидом — ДНК-зондом, меченным биотином, с последующей детекцией с помощью ферментативной реакции посредством, например, связывания с биотином конъюгата стрептавидин-щелочная фосфатаза.

    На основе такого типа детекции созданы ПЦР-анализаторы, в которых детекция результатов ПЦР проводится автоматически в результате считывания оптической плотности в образцах после проявления ферментативной реакции.

    Недостатки указанных методов заключаются в возможностях внутрилабораторной контаминации довольно короткими фрагментами молекул ДНК. Эти молекулы при попадании во вновь исследуемые образцы становятся матрицей для ПЦР и приводят к ложноположительным результатам.

    В связи с этим для предотвращения ложноположительных результатов вводятся жёсткие правила разделения и изолирования помещений: для выделения ДНК из биологических образцов; помещения для детекции результатов (электрофорезная) от чистой зоны. Эти помещения представляют собой зону вероятной контаминации. Другая изолированная зона — чистое помещение для внесения исследуемых образцов ДНК в пробирки с реакционной смесью для проведения ПЦР. И наконец, предполагается, что основной прибор — ДНК-амплификатор — должен быть вынесен в отдельное, возможно офисное, помещение.

    Для предотвращения контаминации продуктами предшествующих реакций — амп-ликонами некоторые ПЦР-тест-системы вместо дезоксинуклеозидтимидина содержат дезоксинуклеозидуридин, который при синтезе цепи in vitro встраивается вместо него в соответствующую позицию, т.е. азотистое основание тимин, присутствующий в нативной ДНК, замещается на урацил. Урацил-ДНК-гликозилаза, добавляемая в реакционную смесь к анализируемому материалу, разрушает только контаминирующие фрагменты с дезоксиуридином, но не нативную анализируемую ДНК. содержащую дезокситимидин. Последующее прогревание при 94 o С инактивирует этот фермент и не препятствует амплификации в ПЦР.

    Существует тест-система, основанная на изотермальной амплификации рРНК, для чего проводят вначале обратную транскрипцию и синтез молекул ДНК. являющихся, в свою очередь, матрицей для последующего синтеза молекул РНК. Ампликоны РНК детектируются с помощью окрашенного акридином ДНК-зонда при гибридизации в растворе реакционной пробирки. Этот метод, помимо высокой чувствительности, имеет преимущество проведения анализа в одной пробирке, что предотвращает контаминацию. По данным авторов, чувствительность этого метода в респираторных образцах достигает 90% при специфичности 99-100%.

    Новые методы детекции реализованы в ПЦР в режиме реального времени. Эти методы отличаются прежде всего тем, что ПЦР и детекция её результатов осуществляются одновременно в одной закрытой пробирке. Это не только технологически упрощает методику проведения анализа, но и предотвращает контаминацию лабораторных помещений и исследуемых образцов продуктами предшествующих ПЦР.

    При ПЦР в реальном времени детекция результатов происходит за счет флюоресценции, возникающей при гибридизации флюорогенного ДНК-зонда с амплифици-руемым в ходе ПЦР специфическим фрагментом ДНК. Структура флюорогенных ДНК-зондов построена таким образом, что флюоресцентный маркёр высвобождается в результате ферментативной реакции или дистанцируется от молекулы гасителя флюоресценции только при специфической гибридизации с искомой молекулой ДНК, амплифицируемой в ходе ПЦР. При росте числа гибридизированных с зондом молекул возрастание флюоресценции до детектируемого уровня пропорционально числу молекул амплифицированного продукта. Поскольку при каждом цикле ПЦР количество молекул фрагмента ДНК умножается вдвое, номер цикла, с которого флюоресценция определяется и возрастает, обратно пропорционален числу молекул ДНК в исходном образце. Если в реакцию ввести в качестве калибратора несколько различных известных концентраций молекул соответствующего фрагмента ДНК микобактерий туберкулёза, то с помощью компьютерной программы может быть рассчитано и количество геномов ДНК в исследуемом материале.

    Каждый стандартный образец дублирован. Количественный критерий — минимальное число циклов ПЦР, необходимое для начала и роста определяемой флюоресценции. По оси абсцисс — количество циклов; по оси ординат — величина флюоресценции. Концентрации ДНК обратно пропорциональны числу циклов, необходимых для появления флюоресценции. В окнах правой колонки (21-32) отмечены номера циклов для соответствующих концентраций. Различия между 10-кратными концентрациями фрагментов ДНК 10 2 -10 6 мл — 3.2-3.4 цикла. Для двух пациентов концентрации фрагментов IS6110 составили около 10 3 /мл и 10 4 /мл. С учётом числа повторов (6-20) анализируемых фрагментов в геноме микобактерий туберкулёза число мико-бактерий в клинических образцах — около 100 и 1000 клеток соответственно.

    Метод ПЦР в наибольшей степени применяется для ускоренной диагностики туберкулёза — обнаружения микобактерий туберкулёза в клинических образцах: мокроте. промывных водах бронхов, плевральном экссудате, моче, спинномозговой жидкости, пунктатах остеолизиса, аспиратах женских половых путей и различных биоптатах. При исследовании в Голландии около 500 образцов мокроты и бронхиальных смывов от 340 больных с подтверждённым диагнозом туберкулёза лёгких были изучены сравнительная чувствительность методов ПЦР, культурального исследования и микроскопии мазков. Чувствительность анализа составила 92,6,88,9 и 52,4% соответственно. При этом специфичность всех методов была около 99%.

    Проведено сравнение эффективности обнаружения микобактерий туберкулёза методами микроскопии мазков, посева на среду Левенштейна-Йенсена, тест-системы ВАСТЕС и ПЦР-анализа. ПЦР демонстрировала чувствительность 74,4%, микроскопия — 33,8%, посев на плотную среду — 48,9% и ВАСТЕС — 55,8%. Среднее время детекции для посева на среде Левенштейна-Йенсена — 24 дня. ВАСТЕС — 13 дней, ПЦР — 1 день.

    Возможности применения ПЦР в качестве чувствительного и быстрого метода контроля эффективности лечения туберкулёза также обсуждаются.

    Обнаружение ДНК микобактерий туберкулёза методом ПЦР при эффективной химиотерапии определяется в течение более длительного времени — в среднем на 1,7 мес по сравнению с бактериовыделением, определяемым при люминесцентной микроскопии, и на 2,5 мес по сравнению с бактериологическим исследованием.

    Значение ПЦР как чувствительного метода особенно велико для внелёгочных форм, поскольку именно при этих формах клинико-рентгенологические методы и традиционные бактериологические методы определения микобактерий туберкулёза в диагностических материалах малоэффективны.

    При исследовании образцов мочи результаты ПЦР-анализа были положительными у 16 из 17 больных активным туберкулёзом мочевой системы и отрицательными у 4 больных неактивным туберкулёзом почек и 39 пациентов с нетуберкулёзными заболеваниями мочевой системы.

    Продемонстрирована эффективность ПЦР-анализа при исследовании костномозговых аспиратов у больных лихорадкой неясного генеза при подозрении на туберкулёзный характер заболевания. Для диагностики туберкулёзного лимфаденита у детей были изучены 102 пункционных аспирата и биоптата 67 детей с подозрением на туберкулёзный лимфаденит. Положительные результаты были получены: методом ПЦР в реальном времени — 71.6%. флюоресцентной микроскопии — 46,3%. культурального исследования — 41,8%. При исследовании 50 биоптатов лимфоузлов у пациентов с болезнью «кошачьих царапин» все результаты были отрицательными. Таким образом, была продемонстрирована 100% специфичность ПЦР-анализа. В этой же работе при пункционной биопсии лимфоузлов была показана возможность обнаружения М. avium.

    Диагностика туберкулёза женской половой сферы при бесплодии, как известно, является одной из наиболее трудных проблем диагностики. При исследовании с помощью ПЦР биопсий эндометрия, эндометриальных аспиратов и образцов жидкости из дугласова пространства у 14 (56%) из 25 пациенток, обследованных лапароскопически с подозрением на туберкулёз, были получены положительные результаты. С помощью микроскопии мазка и культурального исследования были получены 1 и 2 соответственно положительных результата. Эти случаи также были ПЦР-положительными. Большинство ПЦР-положительных результатов относилось к случаям с характерными признаками туберкулёза по данным гистологического исследования; меньшее число — при подозрении на туберкулёз по данным лапароскопии. Лишь один положительный результат ПЦР-анализа был получен при отсутствии лапароскопических данных на туберкулёз.

    При диагностике внелёгочных форм туберкулёза у клиницистов нередко возникает вопрос о возможности выявления возбудителя при исследовании методом ПЦР образцов крови. Литературные данные свидетельствуют, что выявление ДНК микобактерий туберкулёза из образцов крови возможно при далеко зашедших формах ВИЧ-инфекции. Обнаруживали ДНК микобактерий туберкулёза лишь при генерализованном туберкулёзе различных органов у пациентов с трансплантированной почкой и иммунодепрессией.

    [89], [90], [91], [92], [93], [94], [95]

    Метод ПЦР может быть достаточно эффективен для быстрой идентификации микобактерий туберкулёзного комплекса и некоторых видов нетуберкулёзных микобактерий после получения их первичного роста. В этом случае использование ПЦР может экономить 7-10 дней, необходимых для последующей культуральной идентификации положительного результата. Исследование методом ПЦР является технически очень простым, поскольку не требует сложной пробоподготовки клинического материала для достижения высокой чувствительности. При исследовании 80 положительных в такой тест-системе (MB ВасТ. фирмы Organon) культур все положительные результаты ПЦР-анализа были строго специфичны и проводились в течение 1 дня. Для идентификации других видов микобактерий при получении их в культуре ДНК возбудителя гибридизуется со специфическими ДНК-зондами, меченными акридином, и штаммы детектируют по появлению хемилюминесценции с помощью хемилюминометра или на полосках нитроцеллюлозы с визуальной оценкой после гибридизации. С помощью такого набора идентифицируют ограниченное число видов: комплекс микобактерий туберкулёза. M. avium, M. avium complex, M. kansasii и M. gordonae.

    A.Telenti и соавт. разработали также относительно простой и недорогой метод видовой идентификации клинически важных видов микобактерий на основе ПЦР и последующей обработки двумя рестрикционными ферментами (ферменты, обладающие свойствами рассечь молекулу ДНК в специфических точках). При этом амплифицируют фрагмент ДНК. кодирующий белок теплового шока (65 кДа), после чего обрабатывают полученный в ПЦР фрагмент ДНК размером 439 нуклеотидных пар раздельно двумя ферментами — Bste II и Нае III. Затем анализируют, используя агарозный гельэлектрофорез, полученные два продукта, определяя их размеры (число нуклеотидных пар) с помощью набора стандартных фрагментов ДНК (молекулярных ДНК-маркёров) длиной от 100 до 1000 нуклеотидных пар. В каждом из определённых видов (M. tuberculosis, M. avium, M. intracellulare, M. kansasii, M.fortuitum) обнаруживают 2 или 3 фрагмента ДНК различного размера для каждого рестрикционного фермента. Комбинация получаемых различного размера фрагментов ДНК позволяет дифференцировать эти виды между собой.

    Разрабатывается технология биологических ДНК-микрочипов. которая поможет идентифицировать более 100 видов микобактерий в одном исследовании.

    Видовая идентификация может быть проведена также с помощью ПЦР-амплификации вариабельной области 16S rРНК с последующим секвенированием ампликонов при сравнении с соответствующей первичной структурой, что позволяет идентифицировать более 40 видов микобактерий.

    С помощью ПЦР может быть также проведена видовая идентификация внутри комплекса микобактерий туберкулёза, в том числе дифференцирование M. bovis и M. bovis BCG. Для этого анализируется наличие или отсутствие некоторых генов в геномных областях RD1. RD9 и RD10. RD1 отсутствует в М. bovis BCG, но присутствует в вирулентных видах, в том числе в M. bovis.

    Задачи молекулярно-генетических методов определения лекарственной чувствительности или устойчивости микобактерий туберкулёза сводятся к выявлению мутаций в определённых нуклеотидных последовательностях известных генов. Основные методы основаны либо на прямом прочитывании (секвенировании) этих последовательностей после амплификации, либо на гибридизации биотин-меченых фрагментов ДНК, амплифицированных в ходе ПЦР с ДНК-зондами. Оба варианта предполагают выявление замен в нуклеотидных последовательностях, которые при использовании ДНК-зондов приводят к отсутствию или неполноценной гибридизации на нитроцеллюлозной мембране с помощью ферментного конъюгата (стрептавидин-щелочная фосфатаза) — метод LIPA-Rif-TB.

    Метод измерения флюоресценции в локально фиксированных на микроучастках ДНК-зондах, комплементарных к известным мутациям в амплифицированных с помощью ПЦР участках генов, ответственных за лекарственную чувствительность или устойчивость, получил название метода микробиочипов. Основной алгоритм проведения этого исследования следующий. После выделения ДНК из клинического образца или культуры микобактерий необходимо провести ПЦР для амплификации соответствующих фрагментов гроВ гена, ответственного за лекарственную чувствительность к рифампицину, или katG и inhA генов, кодирующих белки микобактерий, ответственные за чувствительность к изониазиду. Результаты ПЦР оценивают с помощью агарозного гельэлектрофореза, при котором подтверждают получение соответствующих фрагментов ДНК искомой длины. Затем проводят 2-й раунд ПЦР для введения в ДНК флюоресцентной метки. Результаты ПЦР вновь подтверждают при гельэлектрофорезе. После этого проводят гибридизацию (инкубация в течение ночи) с последующей отмывкой полученного материала на биочипе, который представляет собой большое число фиксированных на маленькой стеклянной пластинке коротких цепей ДНК (зондов), комплементарных к нуклеотидным последовательностям чувствительного к лекарствам типа микобактерий туберкулёза в точках возможных мутаций. а также к мутантным последовательностям, ответственным за лекарственную устойчивость. Расположение ДНК-зондов на пластинке — строго определённое, а уровень наблюдаемой флюоресценции при гибридизации для определения результата с помощью специального считывающего устройства установлен. В связи с этим результаты анализа определяются с помощью специальной компьютерной программы.

    В последние годы развиваются и альтернативные методы определения лекарственной чувствительности микобактерий туберкулёза на основе технологии ПЦР в реальном времени, позволяющие проводить эти исследования в режиме закрытой пробирки.

    На рис. 13-13 представлен результат анализа клинических культур микобактерий туберкулёза при определении лекарственной устойчивости к рифампицину с помощью ПЦР в реальном времени: 218 — контрольный образец (чувствительный к рифампицину); 93 — положительный контроль на мутацию Ser-Trp TCG-TGG; 4482 — положительный контроль на мутацию Ser-Leu TCG-TTG; 162-322 — экспериментальные образцы. Результат расчёта кинетических кривых амплификации по 4 каналам: канал 1: 393 — положительный контроль на мутацию Ser-Trp TCG-TGG; канал 2: 4482 — положительный контроль на мутацию Ser-Leu TCG-TTG; 162, 163, 172, 295 — экспериментальные образцы; канал 4: кинетические кривые амплификации всех образцов, участвующих в эксперименте. Положительный контроль реакции амплификации. Выводы: по результатам анализа выявлены следующие мутации, определяющие устойчивость к рифампицину: в образцах 162,163,172,295 — Ser-Leu TCG-TTG. Этот же принцип использован для определения лекарственной устойчивости к изониазиду по генам katG и inhA, определяющим наиболее частые мутации.

    [96], [97], [98], [99], [100], [101], [102], [103], [104]

    Наиболее изученным методом штаммовой идентификации микобактерий туберкулеза является технология, называемая полиморфизмом длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ,. или RFLP в английском варианте) и которая основана на фрагментированин (рестрикции) ДНК микобактерий туберкулёза ферментом Pvu II и последующей гибридизации полученных фрагментов с определёнными специфическими последовательностями на ДНК её повторяемого элемента IS6110. Внутривидовая вариабельность реализуется за счёт различного числа повторов IS6110 и их расположения на ДНК. а также разнообразия расстояний между определёнными точками атаки фермента рестриктазы (сайты рестрикции) и элементом IS6110. Эта технология является весьма сложной и трудоёмкой. После обработки ДНК, выделенной из культуры микобактерий туберкулёза, рестриктазой проводят гельэлектрофорез, затем переносят фрагменты ДНК различной длины на нитроцеллюлозную мембрану, проводят гибридизацию с фрагментами IS6110-элемента и выявляют результаты с помощью ферментативной реакции. Получаемый специфический рисунок полос характеризует ДНК конкретного штамма микобактерий туберкулёза. С помощью компьютерного анализа выясняется идентичность или родственность штаммов. Несмотря на то что метод ПДРФ является наиболее дискриминативным, т.е. выявляет наибольшее число различий в анализируемых штаммах, он малоэффективен при малом числе (менее 5) IS6110-повторов, наблюдаемых в некоторых штаммах. На рис. 13-14 представлены результаты ПДРФ-типирования штаммов.

    Альтернативой может быть метод сполиготипирования (spoligotyping) — анализ полиморфизма спейсерных последовательностей ДНК — промежуточных между прямыми повторами DR-области. При проведении сполиготипирования штаммов проводят ПЦР с праймерами, ограничивающими DR-участок, после чего образуются фрагменты различной длины, которые гибридизуют с вариабельными промежуточными участками ДНК. Анализ спейсерных последовательностей DR-области представляется. по данным исследователей, более простым, производительным и пригодным для первичного скрининга штаммов и предварительного эпидемиологического анализа, а также исследования непосредственно клинического материала.

    Очевидно, более эффективным и технологически доступным методом является VNTR (аббревиатура английских слов), или метод определения вариабельного числа точных тандемных повторов в ДНК микобактерий туберкулёза. Этот метод основан только на использовании ПЦР и не требует дополнительных манипуляций. Поскольку число тандемных повторов в разных штаммах и в разных локусах различно, на получаемой электрофореграмме продуктов ПЦР определяются и анализируются фрагменты различного размера. По мнению исследователей, с помощью VNTR достигается большая степень дискриминации штаммов, чем с помощью метода ПДРФ.

    Большое внимание в последние годы уделяется распространению штаммов микобактерий туберкулёза семейства W-Beijing (иногда их называют пекинским штаммом), которые в значительной части обладают лекарственной устойчивостью.

    [105], [106], [107], [108], [109], [110], [111]

    Приказы Минздрава России: №45 от 7.02.2000 г.. № 109 от 21.03.2003 г.. № 64 от 21.02.2000 г. Методические указания: 1.3.1888-04 «Организация работы при исследованиях методом ПЦР материала, инфицированного патогенными биологическими агентами III-IV групп патогенности»; 1.3.1794-03 «Организация работы при исследованиях методом ПЦР материала, инфицированного микроорганизмами I-II групп патогенности». 2003 г.; 3.5.5.1034-01 «Обеззараживание исследуемого материала, инфицированного бактериями I-IV групп патогенности при работе методом ПЦР», 2001 г. Приложение 11 к Инструкции по унифицированным методам микробиологических исследований при выявлении, диагностике и лечении туберкулёза.

    [112], [113], [114], [115], [116]

    Выполнение молекулярно-биологических исследований могут проводить врачи клинической лабораторной диагностики, врачи-бактериологи, врачи-вирусологи, биологи клинико-диагностической лаборатории, а также специалисты со средним медицинским образованием, прошедшие специализацию и повышение квалификации в установленном порядке.

    Необходимы следующие лабораторные помещения:

    • Зона обработки проб — лаборатория, приспособленная для работы с инфекционными агентами III-IV групп патогенности, согласно Методическим указаниям 13.1888-04.
    • Зона для приготовления реакционных смесей ПЦР — лабораторное помещение, в котором предусматривается защита от внутренней лабораторной контаминации — «чистая» зона.
    • • Если для анализа продуктов ПЦР используется метод электрофореза, или гибридизации. лабораторное помещение, в котором размноженные фрагменты ДНК извлекаются из амплификационной пробирки и, соответственно, могут попасть в окружающую среду, в соответствии с требованиями к ПЦР-лабораториям (Методические указания 1.3.1794-03, Методические указания 1.3.1888-04) должно быть полностью изолировано от помещений, указанных в предыдущих пунктах. Должно быть исключено перемещение из зоны для электрофореза в зону для обработки проб и «чистую» зону какого-либо персонала, оборудования, любых материалов и предметов, а также перенос воздуха через систему вентиляции или в результате сквозняков. Эта зона не требуется при флуориметрической детекции продуктов ПЦР.
    • Помещение для ведения документации и обработки результатов оборудуется компьютерами и необходимой оргтехникой. В этом помещении может располагаться оборудование, обеспечивающее детекцию продуктов ПЦР без вскрытия пробирки. — флюоресцентные ПЦР-детекторы и термоциклеры для ПЦР в реальном времени.

    Санитарно-эпидемиологические требования к первичной обработке мокроты аналогичны стандартным микробиологическим требованиям для работы с микобактериями туберкулёза.

    [117], [118], [119], [120], [121]

    В комплектацию лаборатории входит оборудование для следующих комнат.

    • комната пробоподготовки, содержит следующее оборудование: ламинар II класса защиты «СП-1.2»: твёрдотельный термостат с греющейся крышкой для пробирок типа «Эппендорф»; микроцентрифуга на 13 ООО оборотов в минуту; центрифуга («Вортекс»); холодильник с диапазоном температуры от -20 о С до +10 о С; пипетки переменного объёма серии «Рroline»; насос с колбой-ловушкой ОМ-1; штатив для пипеток; штатив рабочее место 200×0,5 мл; штатив рабочее место 50×1.5 мл; штативы для хранения пробирок 80×1.5 мл;
    • комната приготовления реакционной смеси: защитная камера ПЦР-бокс («Ламинар-C. 110 cм); центрифуга-«Вортекс»; пипетки переменного объёма серии «Рrоline»; штатив для пипеток; штатив рабочее место 200×0.2 мл; штативы для хранения пробирок 80×1.5 мл; холодильник с диапазоном температуры от -20 о С до+10 о С;
    • комната для электрофореза: камера для горизонтального электрофореза; источник питания; трансиллюминатор;
    • ДНК-амплификатор или анализатор нуклеиновых кислот (ПЦР в реальном времени) с компьютером и программным обеспечением; может быть помещён в любую свободную комнату. Если используется технология ПЦР в реальном времени. комната для электрофореза не нужна.

    [122], [123], [124], [125], [126]

    Для уверенности в получении объективно достоверных результатов лаборатории должны участвовать в системе внешней оценки качества лабораторных исследований.

    Участники системы контроля качества получают; 12 ампул с лиофилизированными суспензиями бактериальных клеток, две из которых содержат кишечную палочку Е. Coir, 3 ампулы с микобактериями туберкулёза (авирулентный штамм) в концентрации 10 2 /мл; 3 ампулы с клетками аналогичного штамма в концентрации 10 4 /мл; по 2 ампулы с нетуберкулёзными микобактериями М. avium-intracellulare и М. kansasii в концентрации 10 5 /мл.

    Рассылаемые тесты для проведения внешней оценки качества предварительно проходят испытания в двух независимых лабораториях, имеющих большой опыт работы в данной области.

    [127], [128], [129], [130]

    источник